肠道微生物通过代谢膳食多不饱和脂肪酸使宿主抵抗肥胖

肠道微生物群介导饮食的影响，从而改变宿主的新陈代谢和代谢紊乱的发生率。西方饮食中丰富的omega-6多不饱和脂肪酸(PUFA)的消费量增加会导致肥胖和相关疾病。虽然最近已阐明了膳食PUFA的肠道微生物相关代谢途径，但其对宿主生理功能的影响尚不清楚。在这里，我们证明肠道微生物区系通过调节膳食中的PUFAs代谢，使宿主对高脂饮食(HFD)诱导的肥胖产生抵抗力。补充10-羟基-顺式-12-十八碳烯酸(HYA)，一种最初的亚油酸相关肠道微生物代谢物，在不引起花生四烯酸介导的脂肪炎症的情况下，通过游离脂肪酸受体改善代谢状况，减轻HFD引起的小鼠肥胖。此外，乳杆菌-定殖小鼠的HYA水平升高，表现出类似的作用。我们的发现说明肠道微生物群与宿主能量代谢之间的相互作用，通过饮食中的omega-6-FAs代谢物，从而通过以肠道微生物代谢物为靶点来预防和治疗代谢紊乱。

饮食是影响机体营养和代谢的最重要因素，但是过量的食物摄入导致能量平衡失调导致肥胖。肥胖的发展是由于能量摄入和支出之间的长期不平衡，通过代谢物和激素影响多种途径。过量的食物摄入，特别是高热量饮食，如高脂肪和高糖饮食，被认为是肥胖的最大危险因素。1..特别是高脂饮食(Ffd)引起的肥胖导致肠道微生物组成的变化，以及微生物多样性的减少和特定细菌类群的改变。2,3,4,5尽管肠道微生物区系是能量获取的关键接口，因为它可以一种依赖成分的方式将膳食基质转化为宿主营养。2,6.

在过去的三十年里，西方饮食中总脂肪和饱和脂肪的摄入量在总卡路里中所占的比例持续下降。7,8..然而，主要包括必需脂肪酸(FA)亚油酸(LA)的omega-6脂肪的摄入量有所增加，而包含其他必需脂肪酸α-亚麻酸(αla)的omega-3脂肪的摄入量则有所减少，从而使omega-6/omega-3的比值超过20：1。9..多不饱和脂肪酸(PUFA)组成的这种变化大大增加了超重和肥胖的发病率和患病率。7..在这些脂肪酸的生理效应方面，最近的研究表明，PUFA相关的代谢效应不仅促进了作为脂质介质并被用作能量来源的二十烷类化合物的合成，而且还影响游离脂肪酸特异性受体游离脂肪酸受体(Ffar)1和ffr 4[分别称为gpr 40和gpr 120]。10.

GPR 40是含有PUFA的中长链FAs(LCFA)的受体，而GPR 120是专为LCFA的受体。这些受体与Gq家族G蛋白偶联，导致细胞内钙水平升高([Ca])。2+]i)11..gpr 40在分泌胰岛素的β细胞中高表达，lcfa通过gpr 40强烈促进葡萄糖刺激的胰岛素分泌。12..GPR 120在脂肪组织中表达异常，导致肥胖，导致葡萄糖不耐受和脂肪肝，伴随着脂肪细胞分化和脂肪生成的减少，以及肝脏脂肪生成的增强。13..此外，二十二碳六烯酸对巨噬细胞具有抗炎作用。14..此外，这两种受体在肠内分泌L细胞中都有表达，LCFA通过这些受体促进肠道激素胰高血糖素样肽-1(glp-1)的分泌。15.

肠道微生物介导膳食脂肪产生的PUFA的饱和，作为胃肠道解毒机制之一16..到目前为止，各种细菌，包括肠道微生物，已被确认为产生PUFA衍生的中间代谢物。17,18,19,20..此外，体外刺激和体内注射PUFA衍生的细菌中间代谢物可产生抗肥胖和抗炎作用。21,22,23,24然而，宿主的影响、这些中间代谢物的生理功能与肠道微生物的关系尚不清楚。本研究通过研究肠道微生物PUFA代谢产物在小鼠体内能量调节中的综合作用，表明肠道微生物通过产生PUFA代谢产物，使宿主对HFD诱导的肥胖产生抗性。

膳食PUFA来源的肠道微生物代谢物

微生物将PUFA转化为多种FAs，如LA衍生代谢物(附图).1A)17和α的LA衍生代谢物(补充图)。1B)18..我们首先研究了正常饲料(NC)喂养和hfd喂养小鼠盲肠中肠道微生物PUFA代谢物的分布，发现与α乳酸代谢物相关的代谢物主要存在于更高水平(补充图)。1C)，含10-羟基-顺式-12-十八碳烯酸(HYA)，10-羟基十八碳酸(Hyb)，10-羟十八烯酸-反式-11-十八碳烯酸(HYC)，10-氧-顺式-12-十八碳烯酸(KetoA)，10-氧-十八烷酸(KetoB)和10-氧-2-反式-11-十八碳烯酸(KetoC)在乳酸衍生代谢物中被HFD特异性衰减2周(图1)。1A)。此外，通过比较NC和HFD喂养小鼠盲肠中的这些LA源代谢物(HYA、Hyb、HYC、KetoA、KetoB和KetoC)，我们观察到这些代谢产物在喂食HFD 2周后显著降低(图1)。1B)。然而，添加LA的HFD提高了HYA(来源于LA的初始肠道微生物PUFA-代谢物)和KetoA的盲肠水平，而在NC-和HFD喂养的无菌(GF)小鼠中，所有代谢物的水平都显著降低。1B)。此外，16 SrRNA基因扩增序列证实，添加LA的HFD改变了构成肠道微生物区系的主要门的相对丰度(图1)。1C)。具体而言，与以前的研究一致6饲喂HFD的小鼠，第1维管的丰度明显增加，细菌的丰度显著降低；而添加LA后，第1维管的丰度却明显降低(图1)。1C)。此外，我们证实，HFD喂养改变肠道微生物组成，如主坐标分析(PCoA)基于分类数据集(图)。1D)。此外，个体家族的分层聚类证实了HFD和LA添加HFD对肠道微生物群的影响。1E)。虽然HFD喂养与乳酸菌科第一菌科的丰度急剧下降有关，但有趣的是，补充LA有助于增加乳酸菌科的丰富度(图一)。1E)和大幅度扩展乳杆菌[医](图)属2A)。此外，我们亦研究了与油？地小轮生产有关的物种。乳杆菌通过体外细菌培养筛选。唾液乳杆菌和[医]煤气乳杆菌22用LA高效生产HYA乳杆菌菌株，而嗜酸乳杆菌和[医]约翰氏乳杆菌制作甚少HYA(补充表)1)。同样，唾液L.和[医]水曲柳，hfd饲喂小鼠后，产生HYA的细菌数量明显减少，而添加LA后，则显著增加。嗜酸菌和约翰逊氏菌(L.johnsonii)，作为HYA非产生菌，在补充LA后没有改变(图1)。2B)。此外，我们观察到克莱，一种关键的LA-代谢酶，在肠道微生物特征(补充图。1A)，在喂食hfd的小鼠中，这种抑制作用通过补充LA来减轻，而黄大仙和克莱(补充图。1A)在补充LA后并没有改变(如图所示)。2C)。这些发现共同表明，HFD喂养改变了肠道微生物的组成，并抑制了肠道微生物产生PUFA代谢产物；然而，PUFA的补充恢复了肠道微生物的丰富程度。乳杆菌以及肠道微生物PUFA代谢物HYA。

日粮PUFA对肠道微生物组成和PUFA代谢物的影响。a盲肠中肠道微生物PUFA代谢产物热图(英文)n=每组8人)。b对盲肠中La来源的肠道微生物PUFA代谢产物进行了定量研究。n每组=7、10、8、8及8；n每组8、10、8、8和8；n油？地小轮每组=7、10、8、8及10；nKetoA=每群8、10、8、8和10；nketoB=7、10、7、8和8；n=每组8、9、8、8和8。*P < 0.05 (Tukey–Kramer test). c–e为了确定肠道微生物类群的相对丰度，对肠道微生物组成进行了评价。c)、多样性(d)，以及细菌结构域在家庭层面的丰富程度(e) (n=每组8、10和7)。(−)_nc代表正常饲料喂养的小鼠，(−)_hfd代表高脂肪饮食喂养的小鼠.q < 0.05. Results are presented as means ± SE. Source data are provided as a Source Data file 1

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产生乳酸菌。a富饶乳杆菌用qPCR分析n=每组9、8和9)。b富饶乳杆菌菌株(n=每组7、8和7)和c代谢产物合成酶的相对mRNA表达克莱, 黄大仙，和克莱见附图。1) (n=每组7克莱; n=每组8人黄大仙和克莱)应用qPCR和qRT-PCR技术对盲肠组织进行分析.**P < 0.01, *P < 0.05 vs. NC (Tukey–Kramer test). ##P < 0.01; #P < 0.05 vs. (−) (Tukey–Kramer test). (−)_HFD represents high-fat diet-fed mice. Results are presented as means ± SE. Source data are provided as a Source Data file 2

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微生物PUFA代谢物改善宿主代谢条件

然后，我们研究了肠道微生物PUFA代谢物在HFD诱导的肥胖小鼠模型中对宿主能量调节的影响。HYA是膳食LA(补充图)中肠道微生物代谢物的初始产物.1A)。本实验选用4周龄小鼠饲喂hfd(对照组)或hfd，分别添加1%HYA作为肠道微生物代谢物，或1%LA作为HYA前体，喂养12周(补充表)。2)。我们发现，在生长过程中，喂HYA的小鼠体重明显低于对照组和喂LA的小鼠(见图)。3A)。此外，16周龄时，喂HYA的小鼠白色脂肪组织(WAT)的脂肪质量显著低于对照组和饲喂LA的小鼠(图1)。3B)。此外，我们发现在HYA喂养的小鼠中，Wat脂肪细胞的大小明显减少(如图所示)。3CHYA-和LA喂养小鼠的摄食量明显低于对照组(图1)。三维空间)。此外，用胰岛素耐量试验(ITT)和糖耐量试验(GTT)测定的Hfd诱导的胰岛素抵抗和糖耐量受损，与对照组和LA喂养小鼠相比，均明显减轻。3E，f)。此外，喂HYA的小鼠血糖和总胆固醇水平明显低于对照组(图一)。3G，h)，而甘油三酯水平在对照组，HYA-和LA喂养的小鼠之间是相似的(如图所示)。3I)。此外，我们还发现喂HYA的小鼠血浆肽YY(PYY)水平显著高于对照组(图1)。3J与之类似的是，喂HYA的小鼠血浆GLP-1水平明显高于对照组和LA喂养小鼠(见图)。3K而喂HYA的小鼠血浆胰岛素水平明显低于对照组(图一)。3L)。此外，我们还观察到喂食HYA的小鼠粪便甘油三酯水平显著升高(图一)。三米)。这些发现表明，HYA补充剂可以抑制食欲，改善代谢状况，从而对HFD诱导的肥胖产生更大的抵抗力，即使在存在PUFA的情况下也是如此。此外，我们还在0.5%HYA添加HFD的条件下进行了相同的实验，相当于NC喂养小鼠盲肠中HYA的生理相关浓度(附图)。2A)。结果表明，添加0.5%的HYA可抑制食欲，改善代谢状况，从而对HFD诱导的肥胖产生更大的抵抗力，类似于1%HYA的补充(补充图)。2B-m).

肠道微生物PUFA代谢产物改善宿主代谢条件。变化a体重和b具有代表性的宏观外观和组织重量(n=每组14人)。鳞片；1厘米。EPI，附睾；围肾，肾周；皮下，皮下。c苏木精-伊红(H&E)染色的Wat和脂肪细胞的平均面积(n=每组8人)。标尺，400μm。d7周龄的每日食物摄入量(n=每组5人)。eITT(n=每组10人)和fGTT(n每组10例)在13~14周龄进行分析。g血糖(n=每组14人)，h血浆总胆固醇(n=每组10、9和10)，i甘油三酯(n=每组10人)，jPYY(n=每组10、9和8)，kGLP-1(n=每组8、9和9)，以及l胰岛素(n每组7、8和8)在实验结束时测定。m16周龄时测定粪便甘油三酯水平(n=每组10人)。**P < 0.01; *P < 0.05 vs. control (Tukey–Kramer test). ##P < 0.01; #P < 0.05 vs. HYA (Tukey–Kramer test). Results are presented as means ± SE. Source data are provided as a Source Data file 3

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微生物PUFA代谢产物与脂肪炎症反应

在12周的时间里，我们还观察了HYA或LA喂养对宿主脂代谢的影响。有趣的是，与NC喂养相比，长期HFD喂养12周导致盲肠中KetoB和Hyb水平相对于HFD喂养2周所观察到的水平升高，而长期HFD喂养12周，类似于HFD喂养2周，导致HYA水平下降(补充图1)。3A)。此外，长期hfd喂养12周，类似hfd喂养2周，抑制。克莱表达，而长期HFD喂养12周增加黄大仙和克莱与HFD喂养2周比较(附图)。3B)。对16S基因基盲肠微生物群的检测表明，长期的HFD喂养(类似于添加LA的HFD喂养2周)增加了乳杆菌科家族的丰度(补充图)。3C)。有趣的是，我们发现添加HYA比添加LA更能增加乳酸菌科植物的丰度(补充图)。3C)、用分层聚类法确定HFD、LA添加HFD和HYA添加HFD对肠道微生物群的影响(附图)。三维空间)。LCFAs，如PUFAs，主要吸收在小肠；因此，接下来，我们通过脂代谢体分析检测回肠组织转移的FA谱，发现HYA的补充增加了回肠乳酸源性肠道微生物代谢物中KetoA的水平(图一图)。4A)并显著升高回肠和血浆中的HYA水平(如图所示)。4B)。随后，我们发现与花生四烯酸(AA)级联相关的FA代谢物的丰度与对照组相比有所增加，尽管这些FA代谢产物在HYA喂养小鼠中的含量与对照组小鼠相似或略有下降(图一)。4A)。此外，经回肠定量分析，LA喂养小鼠AA和前列腺素E2(PGE 2)水平明显高于对照组，而HYA喂养小鼠与对照组无明显差异(图二)。4C)。因为前列腺素和血栓素通过AA级联被认为是炎症反应的脂质介质。25我们研究了补充LA是否通过AA级联增加了脂肪的炎症反应。正如我们所预期的那样，我们发现LA喂养小鼠WAT中F4/80阳性巨噬细胞明显增加，与HYA喂养小鼠相比(图1)。4D)。此外，饲喂LA小鼠的脂肪PGE 2水平显著高于对照组小鼠，而对照组与HYA喂养小鼠的PGE 2水平相当(图一)。4E)。此外，我们还发现，与对照组和HYA喂养小鼠相比，给予LA的小鼠F4/80、炎症标记物肿瘤坏死因子α(TNF-α)和单核细胞趋化蛋白-1(MCP-1；又称CCL 2)的表达明显增加。4F)。因此，与HYA补充剂相比，LA通过AA级联促进脂肪炎症的发展。

肠道微生物PUFA代谢物和脂肪炎症反应。a回肠FA的热图(n=每组4人)。b在回肠(左)和血浆(右)中检测到HYA。n回肠每组9例；n血浆中每组=9、8和9)。c回肠测定花生四烯酸(左)和前列腺素E_2(右)。n花生四烯酸每组9例；n=PGE 2每组8、9和9)。d用F4/80(绿色)、小洞素-1(红色)、DAPI(蓝色)和F4/80阳性细胞标记Wat切片。n=每组7人)。标尺，400μm。e脂肪PGE 2水平(n=每组10人)。fF4/80的mRNA表达肿瘤坏死因子α，和Mcp 1HFD所致肥胖小鼠的Wat(n=每组10人)。**P < 0.01; *P < 0.05 vs. control (Tukey–Kramer test). ##P < 0.01; #P < 0.05 vs. HYA (Tukey–Kramer test). Results are presented as means ± SE. Source data are provided as a Source Data file 4

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HYA直接调节葡萄糖稳态和GLP-1的释放

研究了肠道微生物PUFA代谢物HYA对GLP-1分泌和葡萄糖稳态的影响.肠内分泌素glp-1是一种肠激素，能刺激葡萄糖诱导的胰岛素分泌并抑制食物的摄入，它由肠内分泌L细胞分泌，主要见于回肠和结肠。26..口服HYA(1g/kg)后，血浆和回肠给药后1h达到高峰，结肠给药后3h达到高峰(如图所示)。5A)。此外，HYA还增加了肠道微生物HYA代谢物，如HYC、KetoA和KetoC，以及回肠中HYA的浓度(附图)。4A)。与回肠峰值时间相似的是，HYA和LA给药后1h血浆GLP-1水平也达到高峰，而HYA给药后血浆GLP-1水平峰值高于对照组和给予LA小鼠0.5h~3h。5B)。因此，我们根据HYA给药后1h GLP-1水平的升高进行口服GTT(OGTT)和腹腔内GTT(IPGTT)，口服给予LA或HYA后，口服或腹腔给药2-h后，发现HYA对血糖升高有明显的抑制作用(图1)。5C和补充图。4B)。此外，葡萄糖给药后30 min血浆胰岛素水平达到高峰，而葡萄糖诱导的小鼠胰岛素分泌水平高于对照组和LA给药小鼠(图一)。5D)。接下来，我们研究了HYA是否利用小鼠肠分泌素肿瘤细胞系STC-1诱导GLP-1分泌.我们发现乳酸来源的肠道微生物PUFA代谢产物KetoA、KetoC和HYA对STC-1细胞的GLP-1分泌有强烈的诱导作用，而Hyb和KetoB对这些效应几乎没有诱导作用(图1)。5E)。此外，包括HYA在内的LA源性肠道微生物PUFA代谢物对肠L-细胞GLUTag细胞也有类似的作用(附图)。4C)。在生理条件下，尽管HYA、HYC、KetoA和KetoC在血浆中的含量最高，但均明显低于血浆中的LA(图1)。5F)。我们的研究结果表明，急性给药能促进肠道环境中GLP-1的分泌，改善葡萄糖稳态。

HYA直接调节葡萄糖稳态和GLP-1的释放.个别FAS(HYA和LA；1g/kg)被灌胃，然后再灌胃。a血浆(左)、回肠(中心)和结肠(右)的HYA定量(n=8只动物)。b口服FAS后，测定尾静脉血浆GLP-1的时程变化。n=每组7只)。0时基础GLP-1浓度为100%.cOGTT分别于单独给药后2h(HYA和LA；1g/kg)进行灌胃(n=每组8只)。d单独给药，2h后测定口服葡萄糖后尾静脉血浆胰岛素的时程变化。n=每组8只)。**P < 0.01; *P < 0.05 vs. control (Tukey–Kramer test). ##P < 0.01; #P < 0.05 vs. HYA (Tukey–Kramer test). Results are presented as means ± SE. e用乳酸源肠道微生物代谢物(20，100，200μM)处理STC-1细胞，在培养基中测定GLP-1的浓度。n=6个来自三个生物复制体的独立培养物)。**P < 0.01; *P < 0.05 vs. None (Tukey–Kramer test). f在NC喂养小鼠血浆中检测到La来源的肠道微生物代谢产物。n=8只动物)。结果为均值±SE。源数据作为源数据文件5提供

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HYA通过GPCRs对宿主代谢状态的影响

我们进一步研究了HYA介导的GLP-1分泌信号.此前的一项研究报道，PUFA通过gpr 40和gpr 120促进glp-1的分泌。27..使用异源表达系统，我们发现HYA、KetoA和KetoC比HYC、Hyb或KetoB强增加[Ca]。2+]在GPR 40-和GPR 120-过表达HEK 293细胞中，I水平均高于LA，而强力霉素(−)对照HEK 293细胞则未见这种作用。6a，b)。GPR 40和GPR 120小干扰RNA对STC-1细胞的作用(附图)。5)明显抑制HYA-或LA-诱导的GLP-1分泌，而Hyb对GLP-1分泌无明显抑制作用(图5)。6C)。然后我们研究了HYA通过GPR 40和GPR 120介导GLP-1分泌的细胞内信号机制。因为GPR 40和GPR 120与Gq结合，这些受体提高了[Ca]的水平。2+]I和激活磷脂酶C(PLC)28..我们发现丝裂原活化蛋白激酶(MAPK)激酶抑制剂U 0126能有效阻断HYA或LA介导的GLP-1分泌。6d)和PLC抑制剂U 73122。6E)但不使用CaM激酶II抑制剂KN-62(如图所示)。6f)。因此，HYA介导的GLP-1分泌是通过GPR 40和GPR 120-PLC-MAPK级联而不是通过Ca信号途径介导的.接下来，我们利用CRISPR/Cas9系统产生GPR 40和GPR 120缺陷小鼠，通过GPR 40和GPR 120在体内检测HYA的作用(补充图)。6A-c和补充图。7A-c)。如我们所料，HYA诱导的野生型小鼠GLP-1分泌增加在GPR 40-和GPR 120缺乏小鼠中均被阻断。6g)。此外，在GPR 40和GPR 120缺乏的小鼠中，HYA口服前给药对血糖水平升高的抑制作用也被取消。六小时)。因此，HYA通过激活GPR 40和GPR 120，促进GLP-1分泌，改善葡萄糖稳态。此外，我们还探讨了HYA介导的抑制肠道脂吸收的机制。PGE 2通过EP3受体调节肠蠕动29，服用EP3激动剂可促进肠蠕动(附图)。8A)。有趣的是，我们发现HYA是EP3的低亲和力配体，与LA(补充图)相比，它的观察效果更高。8B)。此外，我们还发现HYA促进了gq偶联EP3介导的[Ca]的升高。2+]我在EP3中过表达Chem-1细胞。此外，与对照组相比，口服HYA和LA对肠蠕动有明显的促进作用，而HYA的作用大于LA(补充图)。8C)。在吡罗昔康的存在下，加入EP3激动剂可诱发模拟自发性巨大收缩(GCs)的频繁收缩，我们发现HYA诱导的GC样收缩的频率和幅度呈剂量依赖性增加，这些效应被EP3拮抗剂阻断(补充图1)。8D)。我们的研究结果表明，HYA作为一种低亲和力的EP3激动剂，通过抑制肠道脂类吸收，促进肠蠕动。

HYA通过GPR 40和GPR 120参与宿主的代谢状态。[Ca]的动员2+]检测了乳酸诱导的肠道微生物代谢产物对小鼠肠道微生物代谢产物的影响。ahGPR 40或bhGPR 120 T-Rex HEK 293细胞。数据以Ca表示2+强度。细胞培养24h后，用10μg/mL多西环素(10 mg/mL)处理细胞。n=8种来自3个生物复制体的强力霉素独立培养物；n=6个不含强力霉素的独立培养物(来自两个生物复制体)。闭合符号表示用强力霉素处理的细胞的值，开放符号表示未处理的组。c–f抑制作用c GPR 40和GPR 120siRNAdMEK抑制剂(U 0126)，ePLC抑制剂(U 73122)fCaMKII抑制剂(KN-62)对LA、HYA或Hyb治疗后GLP-1分泌的影响(n=来自两个生物复制体的4种独立培养物)。**P < 0.01 vs. None (Tukey–Kramer test). ##P < 0.01; #P < 0.05 vs. LA (Tukey–Kramer test). $$P < 0.01 vs. HYA (Tukey–Kramer test). (−) represents untreated cells with siRNA or antagonist. Results are presented as means ± SE. gGLP-1浓度h野生型OGTT(左，n=每组10只动物)，GPR 40-缺乏(中、n=每组8只动物)GPR 120-缺陷(对，n每组9只、10只、9只)小鼠于给予FA后2h进行分析。**P < 0.01 vs. Control (Tukey–Kramer test). #P < 0.05 vs. LA (Tukey–Kramer test). (−) represents the mice without FA administrations. Results are presented as means ± SE. Source data are provided as a Source Data file 6

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HYA(+)乳杆菌促进宿主代谢的益处

然后，我们利用产生HYA的肠道微生物进行了微生物移植实验，以阐明肠道微生物群产生HYA是否有助于宿主代谢的改善。基于HYA产量(补充表)1)，我们选择了唾液L.(JCM 1044、JCM 1042及JCM 1231)为HYA(+)菌株及约翰逊氏菌(L.johnsonii)(JCM 1022及JCM 8791)及嗜酸菌(JCM 1229)为HYA(−)菌株，并证实其肠道细菌定植(附图)。9a，b)。5周后，我们发现HYA(+)定殖小鼠粪便HYA水平显著高于GF小鼠，且各组间无明显变化(附图)。9C)。在给HFD喂食后乳杆菌7a，b)。与我们在添加hfd的小鼠中的观察相似，HYA(+)定殖小鼠的血糖水平也显著低于HYA(−)定殖小鼠(图1)。7C)，而总胆固醇和甘油三酯水平在这些组之间是相似的(图一)。7D，e)。此外，HYA(+)定殖小鼠的GLP-1水平显著高于HYA(−)定殖小鼠(图1)。7F而HYA(+)定殖小鼠血浆胰岛素水平明显低于HYA(−)定殖小鼠。7g)。此外，我们发现脂肪显著减少。肿瘤坏死因子αHYA(+)定殖小鼠粪甘油三酯的表达和增加与HYA(−)定殖小鼠的这些水平的关系(图一)。7H，i)，OGTT法测得的葡萄糖清除率在HYA(+)定殖小鼠中较HYA(−)定殖小鼠有明显改善(如图所示)。7J)。此外，HYA(+)定殖小鼠的盲肠HYA水平显著高于GF和HYA(−)定殖小鼠，且与常规饲养的小鼠相似(图1)。7K)。因此，我们发现产生HYA的肠道微生物乳酸杆菌改善了代谢条件。此外，虽然在粪便微生物移植(FMT)实验中，长期喂HYA的HFD小鼠的OGTT比对照组的FMT小鼠有明显的改善(附图)。9d在代谢笼出血条件下，与对照组相比，HYA-添加HFD还显著抑制了体重的增加，从而排除了辅食(补充图)的影响。9E)。这些结果表明，除了HYA的直接作用外，HYA介导的肠道微生物组成的变化对宿主的代谢状况也有影响。我们的结果表明，肠道微生物区系通过将膳食中的PUFAs代谢成HYA，从而使宿主对肥胖产生抵抗力，从而改善宿主的代谢平衡。

油-产乳杆菌有助于宿主代谢的改善。变化a体重(n=每组10、10和8)和b组织重量(n(每组10只)在16周龄时测定HFD诱导肥胖的GF和gnotobitic小鼠的体重。鳞片；1厘米。EPI，附睾；围肾，肾周；皮下，皮下。c血糖(n=每组8、9和9)，d血浆总胆固醇(n=每组8、7和7)，e甘油三酯(n=每组9、9和10)，fGLP-1(n=每组8人)g胰岛素(n(每组7例)在实验结束时测定水平。hmRNA表达肿瘤坏死因子α在HFD诱发的肥胖症中n=每组8人)。i16周龄时测定粪便甘油三酯水平(n=每组10人)。j乳酸菌定植1周后，检测OGTT(n=每组7人)。**P < 0.01; *P < 0.05 vs. GF mice (Tukey–Kramer test). ##P < 0.01; #P < 0.05 vs. HYA ( + ) (Tukey–Kramer test). k在16周龄的GF和gnotobitic小鼠中测定了盲肠HYA的含量。n=每组9、10、10和7)。结果为均值±SE。源数据作为源数据文件提供

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摄入过量的PUFAs，特别是OMEGA-6 FAs，如LAS，以及OMEGA-6/OMEGA-3比值失衡，会导致代谢疾病和慢性炎症。近年来，肠道微生物对膳食PUFA的代谢途径进行了研究，但对这些PUFA代谢产物对宿主生理功能影响的综合认识尚不清楚。在本研究中，我们发现肠道微生物区系通过产生PUFA代谢物，使宿主对HFD诱导的肥胖产生抵抗力。8).

示意图表示法膳食PUFAs肠道微生物代谢诱导宿主抵抗肥胖的机制

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通过脂质代谢体分析，我们发现在生理条件下，在NC喂养的小鼠盲肠中含有少量的肠道微生物PUFA代谢物；然而，我们发现omega-6 FA来源的肠道微生物PUFA代谢物含量很高。此外，在所有OMEGA-6 FA衍生代谢物中，来源于LA的HYA、Hyb、HYC、KetoA、KetoB和KetoC水平在HFD喂养条件下明显下降，在GF条件下几乎不产生。具体来说，长期的HFD喂养12周会导致KetoB和Hyb水平的显著升高.此外，我们观察到Hyb，HYC和KetoB至少激活了GPR 40和GPR 120。根据这些发现，我们确定HYA不仅是由LA衍生的最初的PUFA代谢物，也是影响宿主代谢的最重要的肠道微生物PUFA-代谢物。此外，在生理条件下，血浆HYA水平为血浆LA水平的1/4 0(~0.15μM)，而其它肠道微生物PUFA代谢产物水平明显降低。即使大剂量(1g/kg)灌胃给药，血浆HYA水平也升高至~6μM，提示循环HYA对GPR 40或GPR 120的激活作用较小。此外，虽然盲肠组织HYA水平也为盲肠LA水平的1/80(~20μM)，但HYA产生菌周围局部水平的升高可能会激活肠道内的这些受体。因此，肠道微生物PUFA代谢物可能通过肠道环境发挥有益的代谢效应，而不是通过循环血浆(如主要肠道微生物代谢物短链脂肪酸)发挥全身效应。

此外，我们还发现，接受补充LA的小鼠由于通过AA级联产生炎症脂质介质而表现出脂肪炎症，而HYA补充的小鼠则没有表现出这些作用。因此，我们的结果表明，肠道微生物区系通过将过量的饮食LA转化为HYA来抑制炎症反应。添加La和HYA可增加肠道微生物区系中乳酸菌科的丰度。属乳杆菌通常是厌氧的，并且优先居住在小肠，特别是回肠，但不像大多数其他肠道微生物那样居住在结肠。这说明脂类在小肠中被吸收，而HYA水平在回肠和盲肠中增加，而在结肠中则没有。然而，添加LA和HYA也改变了一些科的丰富程度，如龙须草科(Lachnospiraceae)。因此，肠道微生物PUFA代谢产物包括HYA，也可能通过结肠发挥重要的宿主生理功能。HYA的添加和给药不仅改变了肠道微生物组成，而且促进了HYA相关肠道微生物PUFA代谢产物的产生。此外，与喂HFD的对照组小鼠相比，添加HYA的HFD小鼠的FMT对葡萄糖稳态有改善作用.这些结果表明，HYA不仅通过HYA本身影响宿主的代谢状况，而且还通过二级HYA介导的肠道环境变化来影响宿主的代谢状况。

此外，与LA相比，HYA对GPR 40和GPR 120具有较高的亲和力，表明肠道微生物通过GPR 40和GPR 120激活肠道内的GLP-1分泌，可能与宿主的葡萄糖稳态有关。此外，体内急性HYA给药对GLP-1分泌的影响强于体外HYA对STC-1细胞的刺激作用。这些结果提示，肠道微生物区系产生的HYA特异性代谢产物可能促进GLP-1的强分泌。最近，除了HYA，我们还发现其他肠道微生物PUFA代谢产物对GPR 40和GPR 120有很高的亲和力。23..然而，由于这些肠道微生物PUFA代谢产物的浓度低于HYA，其作为GPR 40和GPR 120潜在激活剂的地位可能是肠道微生物PUFA代谢产物在生理条件下相关活性的最重要因素。

急性HYA可促进GLP-1的分泌，改善葡萄糖稳态.然而，我们的结果表明OGTT和IPGTT具有类似的血糖作用，表明除GLP-1释放外，其他生理功能，如胰腺GPR 40介导的胰岛素分泌，也可能与HYA介导的胰岛素反应有关。此外，长期使用HYA的机制包括通过其他一些因素改善代谢.可能除了GLP-1相关的食欲抑制和葡萄糖稳态的改善外，GLP-1不依赖的抗炎作用和肠蠕动也会影响代谢改善和葡萄糖稳态的改善。此外，通过肠道GPR 40和GPR 120以及胰腺GPR 40的其他生理功能也可能部分影响宿主代谢效应。然而，从肠道微生物代谢产物的角度来看，glp-1的影响是影响宿主代谢功能的主要因素之一。26..此外，有趣的是，我们发现HYA是一种低亲和力配体，在肠道激活EP3，从而促进肠蠕动。事实上，低亲和力配体在正常情况下不能激活周围组织和肠道的受体，因为它们的浓度较低。然而，在餐后条件下，低亲和力配体可能根据肠道内这些营养物质代谢物浓度的暂时增加而激活肠道的局部受体。大多数由脂类配体激活的gpcr与它们的许多配体具有低亲和力结合。30..因此，有必要通过低亲和力配体-gpcr在肠道中的相互作用来进一步研究这种与营养源代谢产物有关的瞬时营养刺激机制。

在此，我们证明肠道微生物群对HFD诱导的肥胖有保护作用，改善葡萄糖稳态可能与膳食PUFAs的肠道微生物代谢有关：(1)肠道微生物群通过AA级联途径将LA转化为HYA，减轻过量饮食LA引起的脂肪炎症；(2)HYA激活GPR 40和GPR 120，促进GLP-1分泌；(3)通过EP3促进肠蠕动，抑制脂肪吸收。这些发现不仅潜在地代表了共生细菌与宿主之间通过饮食脂进行能量平衡的一种潜在的相互作用机制，而且还通过调整HYA的使用来促进功能性食品的开发，以预防代谢紊乱，如肥胖和2型糖尿病。此外，在其他低浓度肠道微生物PUFA代谢物中发现具有较高生物活性的代谢物可能会促进对治疗几种疾病的潜在治疗作用的发展。

FA分析

本研究所用LA和αLA肠道微生物代谢产物的结构(附图)。1)的合成方法(纯度≥98%)。17..在20 mm KPB(pH 6.5)和不同组合的纯化酶(CLA-HY、CLA-DH、CLA-DC和CLA-ER)中，分别与BSA[0.02%(wt/vol)]络合，在每个小瓶中制备反应混合物。混合液加入NADH 5 mm、NAD+5 mm、FMN 0.1mm或FAD 0.1mm，在37°C下微需氧条件下轻轻摇动(120次/min)12h。进行了基于液相色谱串联质谱(LC-MS/MS)的脂肪组学研究。17,31..简单地说，对样品进行固相萃取时，使用了带有氘标记的内标准(花生四烯酸-d8，白三烯B4-d4，15-羟基二十碳四烯酸-d8，前列腺素E2-d4)的SEP-Pak C18盒(日本东京，Waters，日本东京)。用线性离子阱四极质谱仪(QTRAP 5500；AB SCIEX，Framingham，MA，美国)，用Acquity UPLC BEH C18柱(1.0mm×150 mm×1.7μm；Waters)对脂肪体进行了分析。MS/MS分析采用负离子模式进行，用多重反应监测法对FA代谢产物进行鉴定和定量分析。用为每种化合物建立的校准曲线进行定量，并使用添加的氘化内标对回收率进行监测。

用甲醇(1ml)和添加氯仿(2ml)和0.5M氯化钾(0.75mL)提取脂质，用C19：0为内对照(C19：0)对单个FAs进行定量测定(~50 mg盲肠含量或10 0μL血浆)。样品经干燥后，再用氯仿：甲醇(1：3，v/v)进行LC-MS/MS分析。用Acquity UPLC系统与Waters Xevo TQD质谱联用，在ACQUITY UPLC BEH C18色谱柱(2.1×150 mm，1.7μm；Waters)上，用乙腈-异丙醇(9：1；v/v)梯度，0.1%乙酸水溶液(55%乙腈-异丙醇5 min，55%-100%乙腈-异丙醇5~16 min，100%乙腈-异丙醇至18 min，然后回到初始55%乙腈-异丙醇浓度18.1 min)进行柱内平衡。流速为0.4mL/min，柱温为50°C，采用负电离方式检测，源毛细管电压为3000 V，脱溶温度为500°C，源温度为150°C。个别优化的多重反应监测参数被确定为目标化合物使用标准。随后，采用气相色谱-质谱法(GC-MS)对特定代谢物LA、9c15c-18：2、10t12c-18：2、CLA1和CLA3进行了分析。提取的脂肪酸溶解在(三甲基硅基)重氮甲烷(ABT)中。10%)-己烷溶液(WAKO)，室温孵育1h进行甲基化。样品干燥后，再用氯仿：甲醇(1：3，v/v)进行气相色谱-质谱分析。用GC-MS qo 2010 Ultra(Shimadzu)对脂肪酸甲酯进行分析，采用VF-WAXms柱(0.25 mm×30 m，1μm；Agilent技术)进行分析。烘箱初始温度为100°C，70°C/min升温至240°C，240℃保温37 min。以氦为载气，流速为1mL/min。EI离子源和注入器的温度分别为200℃和260°C。电子能量为70 eV。在35~400 m/z范围内记录到全扫描质谱.用标准FA校准曲线对单个FAs的特定离子种类进行离子色谱峰的提取，进行定量。

动物

C57BL/6 J，GPR 40-不足，和GPR 120-缺乏的小鼠被安置在一个12小时的光暗周期，并给予NC(CE-2；Clea，日本东京)。所有动物实验均以每组4窝以上的小鼠为实验对象。所有涉及小鼠的实验程序都是根据东京农业和技术大学动物实验伦理委员会批准的协议(第28-87号许可证)进行的。GPR 40-和GPR 120-在C57BL/6J背景下产生缺陷小鼠(附图)。6和7).

短期治疗中，8周龄C57BL/6J小鼠接受NC，D 12492饮食(60%千卡脂肪；研究饮食，新不伦瑞克，美国新泽西州)或改良D 12492饮食2周。在长期治疗中，4周龄C57BL/6J接受D 12492饮食或改良D 12492饮食12周。为了避免食欲不振，小鼠被安置在铁丝网金属笼中，并被置于D 12492饮食或改良的D 12492饮食中12周。补充表中提供了这些饮食的组成。2.

在口服0.5%羧甲基纤维素铵(CMC；Nacalai tesque，日本京都)中溶解的FAs(1g/kg)后，对血浆、小肠和结肠中的PUFA代谢产物进行了时间依赖性的分析。分析FA对GLP-1和胰岛素分泌的时间效应.

GF ICR小鼠被安置在乙烯隔离器中，在一个12小时的光暗循环中。短期治疗：8周龄GF小鼠给予NC(50 kGy照射；Clea)或D 12492(50 kGy照射，研究饮食)2周。为了产生益生菌小鼠，ICR小鼠使用乳酸菌鸡尾酒(如附图所示)。9A)3、8和12周龄(3×10周)8(分别为CFU/mL)。然后，将4周龄的gnotobitic小鼠和GF icr小鼠置于D 12492饮食(50 kGy辐照，研究饮食)12周。所有涉及GF小鼠的实验程序均按照经庆应大学医学院动物保护和使用机构委员会批准的协议(第09036-(12)号许可)进行。小鼠用氨苄麻醉致死，并尽一切努力将痛苦降至最低。

在FMT实验中，收集HFD喂养或HYA补充HFD喂养的肥胖小鼠12周的粪便含量。每周灌胃3次，每周3次，每周3次，每组3只，每组3只，每组3只，每组3只。1周后评定OGTT。

肠道微生物区系组成

盲肠DNA是从冷冻样本中提取的，使用FastDNA粪便自旋试剂盒(MP生物制剂，圣安娜，美国)，根据制造商的指示。细菌(唾液L.JCM 1044，约翰逊氏菌(L.johnsonii)JCM 2012，嗜酸菌JCM 1028，以及[医]水曲柳JCM 1131)来源于日本立科大学日本微生物库(日本东京)，是一种专门用于基于DNA的肠道乳酸细菌数量测定的标准。细菌DNA是根据制造商的指示使用MonoFas细菌基因组试剂盒IV(GLC科学，日本东京)分离的。采用SYBR预混ExTaq II(Takara，Shiga，日本)和StepOnePlus实时PCR系统(应用生物系统，福斯特市，美国)进行定量实时PCR分析.定量的标准曲线包括一系列10倍的系列稀释剂，在10的范围内。8至100靶16S rRNA基因拷贝数。细菌引物序列如下：乳杆菌5‘-AGCAGTAGGAATTCCA-3’(前)和5‘-CACCCTACATGAG-3’(反向)属32; 唾液L.，5‘-CGAAATTTTTACACCGAATGC-3’(正向)和5‘-GTCCATTTGGGAAGATAGATCCC-3’(反向)；约翰逊氏菌(L.johnsonii)，5‘-CACTAGACGCATGTCTAGAG-3’(前向)和5‘-AGTCTCAACTCGGCTATG-3’(反向)；嗜酸菌，5‘-GTCTGATGGAGCAGCCGC-3’(前)和5‘-ACCTTGCGGTCGTACCCC-3’(反向)；[医]水曲柳，5‘-GCATTTTGGACTGAGACA-3’(向前)和5‘-TTGCTCATCACTGGCGT-3’(反向)。利用引物515 F(5′-TCGTCGGCAGCGTCAGATGTGTATAAGAGACAGGTGYCAGCMGCCGCGGTAA-3′)和806 R(5′-GTCTCGTGGGCTCGGAGATGTGTATAAGAGACAGGGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′).扩增了针对V4高变区的部分16 SrRNA基因序列。用AMPure XP(贝克曼·库尔特，布雷亚，CA，美国)对每个样品产生的扩增产物进行纯化。利用MiSeq试剂盒(3.0版；600个周期)对MiSeq测序仪(Illumina，San Diego，CA，USA)产生的16 SrRNA序列数据进行定量研究(QIIME 1.8.0)；http://qiime.org/)管道。数据分析用MiSeq Reporter软件和Silva数据库(Illumina)进行。使用QIIME脚本进行了多样性分析。核多样性分析..用变异多变量方差分析(QIIME Script)评价样本分组的统计意义。比较范畴).

组织学

脂肪组织用10%中性福尔马林固定，石蜡包埋，切片(7μm)。采用标准技术进行苏木精和伊红染色。为了测量脂肪细胞面积，用ImageJ软件(美国国家卫生研究院，美国医学博士，贝塞斯达)测量了各组7组≥100细胞的直径。结果表示为检查的平均10个字段。免疫组织化学采用抗F4/80(大鼠；1：1000；Abcamm，ab6640，剑桥，英国)，Caveolin-1(小鼠；1：200；BD生物科学，610406，富兰克林湖，美国)和dapi(1：5000；roche，10236276001，巴塞尔，瑞士)的抗体。33..简单地说，切片用4%多聚甲醛固定，用PBS洗涤，在PBS中用5%BSA处理。切片经0.1%TritonX-100(Sigma)渗透，免疫组化染色。随后是使用与荧光标记结合的次级抗体进行信号开发。

生化分析

血糖浓度的测量使用一个触摸超(LifeScan，Milpitas，CA，美国)。测定血浆和粪便甘油三酯浓度(LabAssay甘油三酯；日本大阪华科纯化学有限公司)、总胆固醇(LabAssay胆固醇；Wako纯化学有限公司)、PYY(小鼠/大鼠PYY ELISA试剂盒、Wako)、GLP-1(活性)ELISA试剂盒(Merck Milli孔隙、Billerica、MA、USA)和胰岛素ELISA试剂盒(日本冈马Shibayagi)。为了检测GLP-1，血浆样品和培养基被二肽肽酶Ⅳ(DPP-IV)抑制剂(默克·米利波)处理，以防止活性GLP-1的降解。

对于GTT，24小时禁食的肥胖小鼠被给予1.5毫克葡萄糖/克体重腹腔注射(I.P.)。对ITT，3-h禁食肥胖小鼠注射人胰岛素(0.75亩/g，按I.P.；Sigma-Aldrich，圣路易斯，MO，美国)。分别于注射前、注射后15、30、60、120 min监测血糖浓度.

PGE 2测量

用含10 mm Tris-HCl(pH 7.4)、150 mm NaCl、1 mm edta、1%nonidet P-40、50 mm NaF、2 mm Na的TNE缓冲液对冷冻组织进行全脂和小肠PGE 2浓度测定。3Vo4、10 g/mL抑肽酶、1%磷酸酶抑制剂鸡尾酒(Nacalai Tesque)和100μM-吲哚美辛(华科纯化学有限公司)。匀浆在3000下离心。g4°C保存20 min，保存于−80°C，待进一步分析。用BCA蛋白分析试剂盒测定上清液中总蛋白水平(ThermoFisher Science，Waltham，美国)。用ELISA试剂盒测定上清液中PGE 2的浓度(开曼化学，AnnArbor，MI，美国)，标准化为上清液中总蛋白的含量，并以上清液中PGE 2/mg蛋白的含量表示。

RNA提取与定量逆转录PCR

总RNA用RNeaseMini试剂盒(Chiagen，Hilden，德国)和RNAiso Plus试剂(Takara)提取。以RNA为模板，以Moloney小鼠白血病病毒逆转录酶(Invitrogen，Carlsbad，CaM USA)为模板进行cDNA转录。定量逆转录酶(QRT)-PCR分析采用SYBR预混剂Ex Taq II(Takara)和StepOnePlus实时PCR系统(应用生物系统，福斯特市，美国)。34,35..在95°C下反应30 s，然后在95°C下反应5 s，58°C反应30 s，72°C反应1 min。在95°C作用15s，60°C作用1 min，95°C处理15s，引物序列如下：克莱，5‘-TGGGGGCGTTATTTATGGT-3’(前向)和5‘-GGacacacCAGTCGTG-3’(反向)；黄大仙，5‘-TTTGGAATTGCCGACTCGT-3’(前进)和5‘-GAAAGCCAGGCATC-3’(反向)；克莱，5‘-TTTGTCGTCGGGGATACCCC-3’(前向)和5‘-CGGAACAATCGTCGCA-3’(反向)；16S，5‘-ACTCCTACGGGGAGGCAGGGT-3’(前向)和5‘-ATTACCGCGGCTGGC-3’(反向)；TNFa，5‘-GGGGTCTACTTTGGAGTC-3’(前向)和5‘-TCGGCTCCAGTGAATG-3’(反向)；F4/80，5‘-GATGGGAGGAGGGGGGGAGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGAGGGGGAGGGGGTATG-3’(反向)；Mcp 1，5‘-AATCTGATAATGCATCC-3’(前进)和5‘-GTTTTTGATGGATTCA-3’(反向)；以及18 S，5‘-ACGCTGAGCAGTCAGTGTA-3’(前向)和5‘-CTTAGGGAGGAAGTGGCG-3’(反向)。

OGTT

灌胃16 h后，用0.5%CMC灌胃给予LA或HYA(1g/kg)，2h后给予葡萄糖(5g/kg)进行OGTT。36..分别于注射前、注射后15、30、60、120 min监测血糖浓度.

细胞培养

在含5%胎牛血清(FBS)和15%马血清(DMEM)的Dulbecco改良鹰培养基(DMEM)中培养STC-1细胞(小鼠肠内分泌细胞；ATCC，Manassas，VA，美国)，并保持在37°C和5%CO。2..为检测glp-1的分泌，细胞被镀在24孔板(1×10)上。5细胞/孔)，培养48h后，产生GLP-1分泌。每口井用FA处理0.5~1h，在DPP-IV抑制剂存在下收集上清液。对siRNA敲除，将30 nM siRNA转染STC-1细胞。GPR 40CAAUGGGCUAGUUCAUA；GPR 120：CGAAAUGACUGUGUCUGUUA；Dharmacon，Lafayette，CO，美国)，根据制造商指示使用Lipofectamine 2000转染试剂(Invitrogen)。在加入FAS之前，用MEK抑制剂U 0126(10μM；WAO)、PLC抑制剂U 73122(1μM；WAO)或CaMKII抑制剂KN-62(10μM，Wako)预处理STC-1细胞。

本研究中使用的GLUTag细胞是由多伦多大学的Drucker博士生成的。37，在含10%FBS的DMEM中培养，并保持在37°C和5%CO。2..为检测glp-1的分泌，细胞被镀在24孔板(1×10)上。5细胞/孔)，培养48h后，产生GLP-1分泌。每口井用FA处理0.5~1h，在DPP-IV抑制剂存在下收集上清液。

在T-Rex HEK 293细胞中，利用脂质体试剂(Invitrogen，Invitrogen)将pcDNA 5/fRT/to-mark-mGPR 40或mGPR 120和pOG 44分别转染HEK 293细胞，制备表达人GPR 40或GPR 120的HEK 293细胞。38,39细胞在含10μg/mL杀虫素S(日本东京)、100μg/mL潮霉素B(吉布科、大岛、纽约、美国)和10%FBS的DMEM中培养。然后，细胞在37℃下，在5%CO的气氛中培养。2并在不同条件下进一步培养。为[Ca]2+]i-响应分析，细胞被镀在96孔黑板(3×10)上。4细胞/井)孵育24 h，每口井分别用或不加强力霉素(10μg/mL)处理24h，处理后再用含钙分析试剂盒A(分子器件，桑尼维尔，CA，美国)的Hanks平衡盐溶液(HBSS；pH 7.4)在37°C下孵育1h。功能药物筛选系统(FlexStation 3多模式微平板阅读器；分子器件)中的每个FA分别溶解于HBSS中，制备于另一套96孔板中，置于功能药物筛选系统中，监测功能药物的动员情况。2+]我.

检测人EP3-表达的Chem-1细胞对[Ca]的影响。2+]每个FA使用FLIPR TETRA系统(分子器件)和ICCD相机进行的响应(欧洲科学，布鲁塞尔，比利时)。

肠蠕动

野生型小鼠口服EP3激动剂(0.1mg/kg；Sigma-Aldrich)或每只含0.5%CMC悬浮木炭的FA(1g/kg)。2h后处死小鼠，取胃肠道。肠蠕动表示为木炭从盲肠到木炭起始的距离，用尺测量。

小鼠肠动力

对每种FA和EP3激动剂的反应，根据先前描述的方案确定肠道运动能力。40..简单地说，切除回肠远端的部分，沿着肠系膜边缘切割，并将其固定在涂有硅橡胶的碟子底部，然后用冷的克雷伯-林格溶液填充。组织平行于纵向平滑肌方向。将制剂置于装有95%O气体的5 mL克雷布斯林格器官浴中。2/5%CO2在37°C，通过外科缝合连接到等距力传感器(MLT 0420；ADTools，Bellavista，澳大利亚)。用四通道桥放大器(FE 224；AD仪器)和PowerLab 4/26(AD仪器)记录自发收缩的张力和振幅。在1h的平衡过程中，所有制剂的基础张力分别由1mN调节到2mN，在实验前30 min分别加入河豚毒素(10μM)和吡罗昔康(0.1μM)，以消除神经活动和基础前列腺素的产生。

细菌培养

乳杆菌“菌株(补充表”)1)是从日本收集的微生物中获得的。每株菌接种于37°C螺旋盖管中MRS培养基15 mL中，每分钟120次摇匀，1~2d。培养后，用离心法(1，500×g(10 Min)，用0.85%NaCl洗涤两次。在含有1mL反应混合物(洗涤细胞，100 mm磷酸钾缓冲液(pH 6.5)和1mg/mL LA)的试管中，使用日本东京三菱气体化学有限公司的Aneropack“Kenki”(三菱气体化学有限公司)在密封室中进行反应，然后在120冲程/分钟和37°C下摇动24h，检测反应混合物中的LA、HYA和Hyb，在H中提取5 mL氯仿/甲醇/1.5%KCl。2O(体积比2：2：1)，按Blih-Dyer程序浓缩，减压蒸发浓缩.采用岛津(日本京都)GC-1700气相色谱仪，采用火焰离子化检测器和分离进样系统，采用毛细管柱(SPB-1，30 m×0.25 mm I.D.；SUPELCO；Sigma-Aldrich)对结果进行了分析。

统计分析

所有的数值都表示为平均值的平均±标准误差。用学生的统计方法检验各组间的差异是否具有统计学意义。t测试或图基-克莱默后特设测试(≥3组)。一个P < 0.05 was considered statistically significant. False discovery rates (q代谢组学数据和16S rRNA基因测序数据的估计值采用本雅明-霍奇贝格程序。

报告摘要

有关研究设计的进一步资料，可参阅自然研究报告摘要链接到这篇文章。

本文的报告摘要可作为补充信息文件查阅。图中的源数据。1–7、补充图。1–9，补充表1，并提供脂质代谢物作为源数据文件。16S rRNA序列数据已存入日本DNA数据库(DDBJ)。DRA 008263而不是。DRA 008264..在本研究过程中产生或分析的所有其他数据都包含在这篇发表的文章及其补充信息文件中，或者在合理的要求下可以从相应的作者那里获得。