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T细胞Cx3CR1的表达是一种动态血液生物标志物对免疫检查点抑制剂的反应

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发表时间:2021-03-08 11:50作者:武汉新启迪Xinqidibio

摘要

免疫检查点抑制剂(ICI)已经革命性地治疗了各种癌症,然而,持久的反应仅限于一小部分患者。发现反映肿瘤微环境动态变化的血液生物标志物,并预测对ICI的反应,将显著改善目前的治疗方案。在此,我们研究了作为T细胞分化标志的CX3C趋化因子受体1(CX3CR1),作为ICI治疗反应的预测相关因素。ICI成功治疗荷瘤小鼠外周血CX3CR1的频率和T细胞受体克隆性+CD8+T细胞亚群,包括肿瘤特异性和肿瘤浸润的CD8。+T细胞此外,CX3CR1频率的增加+循环CD8亚群+抗Pd-1治疗后早期T细胞与非小细胞肺癌患者的反应和存活密切相关。总的来说,这些数据支持T细胞CX3CR1的表达,作为一种基于血液的动态早期治疗对ici治疗反应的预测因子。

导言

针对免疫检查点的癌症免疫疗法,如细胞毒性T淋巴细胞相关抗原4(ctla-4)、程序性细胞死亡蛋白-1(pd-1)和pd-1配体-1(pd-l1),改变了多种恶性肿瘤的治疗前景。1,2,3。然而,尽管不同类型的肿瘤都有令人信服的临床反应,但只有一小部分患者取得了持久的疗效。此外,不寻常的反应模式,如假进展和延迟反应、双重后果、潜在的严重毒性和高成本表明迫切需要一种可靠的预测生物标记物。4,5,6,7.

Pd-L1在免疫细胞和肿瘤细胞中的表达+T细胞和肿瘤突变负担(TMB)与反应相关2,3,4,5,6,7,8,9,10,11然而,这些预处理标记物的使用受到以下因素的阻碍:应答者和非应答者之间有明显的重叠,组织的数量和质量有限,以及/或缺乏标准化。12,13,14。对连续采集的肿瘤标本进行分析,有助于评估免疫检查点抑制剂(ICI)治疗过程中肿瘤微环境(TME)的演变。15,16,17,18然而,这种方法对于非小细胞肺癌(NSCLC)等内脏肿瘤来说是一种具有侵袭性和挑战性的方法。动态循环免疫标志物的发现反映了TME中适应性免疫的演变,是ICI临床反应的早期预测指标,这对于指导最有可能受益于ICI治疗的患者的选择具有一定的价值。

新出现的以血液为基础的生物标志物,如无细胞dna中的pd-l1、tmb和T细胞受体(Tcr)序列,以及与应答相关的高突变循环肿瘤dna。19,20,21,22,23然而,这些方法需要复杂的平台和/或生物信息学分析,这限制了它们在基于社区的临床实践中的广泛应用。自从ici靶向T细胞调节通路以来,T细胞表面和细胞内表达的蛋白质被认为是一种潜在的反应生物标志物。8,9,24,25,26,27,28。其中,增殖标志Ki-67已被广泛研究。然而,大多数研究表明,ki-67在外周血(Pb)CD8亚群中的表达仅短暂增加。+T细胞在第一个周期后作为ici独立生物标志物的预测和预后价值8,9,24,25,26,27.

最近发现CX3C趋化因子受体1(CX3CR1)是T细胞分化的标志,CX3CR1是T细胞分化的标志。+CD8+T细胞是CX3CR1的后代CD8+T细胞,在抗病毒免疫方面表现出较强的细胞毒性。29,30。在分子机制上,cx3cr1在CD8上稳定表达。+CX3CR1诱导T细胞单向分化的实验研究CD8+效应期T细胞30,31,与T细胞上瞬时表达的分子相比,这在理论上提供了一种生物标志物的优势。确实,PBCX3CR1的频率增加了+CD8+对抗血管内皮生长因子和抗pd-L1抗体(Ab)有反应的肾细胞癌患者中发现了T细胞。32。此外,严等人。33已报告CX3CR1频率增加+颗粒酶B+PBCD8中的T细胞+黑色素瘤患者对抗Pd-1Ab反应的T细胞与无反应者相比有显着性差异.综上所述,临床前和临床研究的证据促使我们评估CX3CR1作为对ici治疗反应的血液T细胞生物标记物的作用。

在这里,我们假设PBCX3CR1的频率会发生变化。+CD8+T细胞与ICI的反应相关,并有助于在开始治疗后早期识别应答者和非应答者。我们研究了CX3CR1的频率。+CD8+ICI治疗前后PB中T细胞的变化及外周CX3CR1的TCR表现+CD8+T细胞亚群和CD8+肿瘤浸润淋巴细胞(TILs)的临床前模型。为了了解cx3cr1作为循环T细胞标志物的临床应用价值,我们对接受抗pd-pd-1治疗的非小细胞肺癌患者的pb纵向标本进行了分析,并评估了pbcx3cr1频率的变化。+CD8+T细胞作为抗PD-1治疗反应的相关因素.我们的结果支持循环CX3CR1。+CD8+T细胞作为抗PD-1治疗早期临床疗效的生物标志物.

结果

有效的ICI治疗与CX3CR1循环频率的增加相关+CD8+T细胞

而ICI可以恢复细胞因子的产生和效应T细胞的增殖。34最近对小鼠感染模型的研究表明,ICI也促进T细胞的效应分化。35。为了进一步阐明这一机制,我们评估了cx3cr1的表达,它是T细胞分化的标志,并与CD 27结合。29,30,31,关于PB CD8+抗Pd-L1和抗CTLA-4Ab或同型抗CTLA-4Ab(NT:NO)治疗小鼠MC 38和CT26结肠腺癌模型前后的T细胞。1A和补充图。1)。明显改善肿瘤的控制和生存(见图)。1B)随着CX3CR1频率的增加+CD8+T细胞(图1.1CC_(38)和T_(26)荷瘤小鼠经ICI治疗后,与接受抗肿瘤同型抗体的小鼠比较。接下来,我们用四聚体(Tet)来检测CD8。+突变型Adpgk蛋白特异性T细胞(Adpgk)穆特)与肿瘤相关抗原(Taa)、gp 70在ct 26肿瘤中的表达。36,37,并发现CX3CR1的频率显著增加。+泰特+CD8+两种肿瘤模型中的T细胞。1D),提示ICI治疗后T细胞分化为肿瘤特异性CD8。+T细胞我们还测试了PBCX3CR1的增加情况。+CD8+对ctla-4或pd-1/pd-l1阻断剂有原发耐药性的小鼠可见T细胞。38,39。Pbcx3cr1增加的趋势不明显。+CD8+联合CTLA-4/Pd-L1阻断治疗对B16荷瘤小鼠T细胞无改善作用(补充图)。2).

图1:有效的免疫检查点抑制剂治疗与循环CX3CR1的频率增加有关。+CD8+T细胞

a免疫检查点抑制剂(ICI)治疗的实验方案。b异型抗体(NT)、抗PD-L1抗体和抗CTLA-4抗体(ICI)对MC 38和CT 26荷瘤小鼠个体肿瘤生长和存活曲线的影响。c, d显示CX3CR1频率的有代表性的流式细胞术图和数据面板+CD8细胞+T细胞(c)和四聚体(TET)+CD8+T细胞(d)对MC 38和CT 26荷瘤小鼠外周血(PB)进行了不同的治疗。数字表示百分比CX3CR1+细胞。门控策略在附图中给出了。1。处理2周后收获PB。n=5只小鼠(每组5只)bd). e, fPBCX3CR1频率+CD8子集+T细胞(e)、肿瘤生长曲线(平均)和生存曲线(f)在CT26荷瘤小鼠中,各治疗组均呈阳性反应。n=9只小鼠(NT)、6只小鼠(抗CTLA-4Ab)、6只小鼠(抗PD-L1 Ab)和5只小鼠(COMO)。gPBCX3CR1频率+CD8子集+异型对照抗体(NT)或抗PD-L1抗体对MC 38荷瘤小鼠T细胞的影响。n=7只小鼠(NT)和6只小鼠(抗PD-L1 Ab)。hMC 38荷瘤小鼠的肿瘤生长曲线(平均值)和存活曲线均符合上述指标。n=5只小鼠。数据显示在bh是两个独立实验的代表。处理开始后1周收获PB(e, g)。箭头表示开始治疗(b, f, h). P-数值由对数等级(Mantel-Cox)检验(b, f, h),一个双尾曼恩-惠特尼U-测试(c, d, g)或Kruskal-Wallis与Dunn的多重比较(e)。数据f, h均为平均±扫描电镜。方格图:点,单PB;铰链,25和75百分位数;中线,中位数;胡须,最小到最大值(ce, g)。源数据作为源数据文件提供。

虽然抗pd-l1Ab和抗ct-la-4Ab的靶细胞亚群都是精疲力竭的CD8。+T细胞,它们通过不同的细胞机制来做到这一点。40。因此,我们评估了pBCD8的CX3CR1表达。+用抗Pd-L1抗体、抗CTLA-4Ab或两者联合作用于CT26荷瘤小鼠的T细胞。增加PB CX3CR1的频率+CD8+T细胞在单次治疗或联合ICI治疗后与未治疗相比均有不同程度的变化(图二)。1E)。值得注意的是,单一治疗与联合治疗在抗肿瘤效果上没有明显差异(图一)。1F),与PB CX3CR1的频率一致。+CD8+T细胞循环CX3CR1的增加+CD8+T细胞在MC 38荷瘤小鼠中也被观察到,单用抗PD-L1治疗,可以改善肿瘤的控制和生存(图一)。1g,h)。这些发现表明,有效的ICI治疗与PBCX3CR1的频率增加有关。+CD8+和CX3CR1+泰特+CD8+小鼠T细胞。

外周CX3CR1+CD8+T细胞显示最近激活的效应细胞的特性,降低了肿瘤血管的转运能力。

其次,我们采用基于CD 27和CX3CR1表达的门控策略,对CD8的三个亚群进行了表征。+T细胞(CD 27)罗氏CX3CR1、CD 27CX3CR1和CX3CR1+)用ICI治疗小鼠。2A)。CTLA-4和pd-L1阻断治疗CT26荷瘤小鼠PBCX3CR1+CD8+T细胞低表达L-选择素(CD62L)和CXCR 3,这是血液传播的T细胞穿过淋巴器官高内皮静脉(HEV)和肿瘤微血管所需的转运受体(图)。2B)41,42。这些发现与我们最近的研究以及其他研究结果是平行的,这些研究表明外周病毒和肿瘤特异性的CD8。+高表达CX3CR1的T细胞CD62L和CXCR 3表达降低,且主要分布在循环中。30,43。值得注意的是,CX3CR1+Pd-1大部分呈阳性,pd-1在pb新抗原特异性CD8中表达。+患者T细胞44。CD8三个亚群的进一步分析+抗ctla-4/pd-l1抗CTLA-4/pd-L1治疗和抗pd-l1单抗治疗MC 38荷瘤小鼠的T细胞显示,cx3cr1。+无论小鼠株、肿瘤类型、单药或联合ICI治疗,颗粒酶A、4-1BB、TIM3和KLRG 1的表达均明显增加。2C和补充图3),以及CX3CR1+CD8+T细胞代表最近激活的效应细胞的子集,与先前的研究一致。29,30,31,33.

图2:外周血CD8表型分析+免疫检查点抑制剂(ICI)治疗小鼠T细胞。

a三个亚群表型分析的选通策略(CD 27)罗氏CX3CR1、CD 27CX3CR1,以及CX3CR1+)外周血CD8+小鼠T细胞。b, c建立CT26荷瘤小鼠,每3天分别用抗pd-L1抗体(Ab)和抗CTLA-4Ab治疗一次,隔日一次。外周血(PB)b)和脾脏(c)在开始处理后2周收获。具有代表性的三组流式细胞术图(CD 27)罗氏CX3CR1、CD 27CX3CR1,以及CX3CR1+)(b)和脾(c)CD8+T细胞显示。数据面板显示CD8之间的频率+T细胞NS,没有意义,*P < 0.05, **P < 0.005, ***P < 0.0001, by one-way repeated measures ANOVA with Tukey’s multiple comparisons (b, c). n=9只小鼠b, c)。所示数据b, c是两个独立实验的代表。源数据作为源数据文件提供。

Cx3cr1而不是ki-67在pb CD8中稳定上调。+ICI治疗过程中的T细胞

进一步了解PB CX3CR1+CD8+T细胞,我们检测核蛋白Ki-67的表达,这是一种在pb CD8亚群中被上调的增殖标记物。+T细胞对ICI的反应8,9,24,25,26,27。Ki-67在CX3CR1中的表达+CD8+T细胞显著高于CX3CR1细胞。(CD 27)罗氏CX3CR1和CD 27CX3CR1抗CTLA-4/PD-L1治疗CT26荷瘤小鼠2周后的细胞亚群(图1)。3A)。接下来我们将检查PBCD8中CX3CR1的表达是否增加。+T细胞在抗CTLA-4/PD-L1治疗过程中是短暂的或持续的.CX3CR1频率增加+在两种CD8中都有子集。+和泰特+CD8+T细胞从第7天开始,在治疗期间保持较高水平(见图)。3B)。相反,Ki-67的表达在第14天达到高峰,在第21天恢复到基线水平(如图所示)。3B).

图3:PBCX3CR1的表型分析+CD8+T细胞在ICI治疗前和治疗过程中。

ac第26号(ac)或MC 38(c)荷瘤小鼠分别每3天和2天分别用抗PD-L1抗体和抗CTLA-4抗体(Ab)治疗一次.治疗前、治疗后1、2、3周取外周血(PB)。门控策略:全细胞>大小淋巴细胞>单细胞>活>CD3+CD8+>CD 27,CX3CR1。aCD 27的Ki-67表达罗氏CX3CR1(绿色),CD 27CX3CR1(蓝色)和CX3CR1+(红色)CD8+ICI治疗2周后外周血T细胞在PB中表达。数字表示百分ki-67。+细胞。数据面板显示Ki-67的中位荧光强度(MFI)。+每个子集中的细胞。n=4只小鼠。b盒子和晶须图显示Ki-67的MFI+CX3CR1的(蓝色)和频率(红色)+CD8子集+T细胞(上)和Tet+CD8+在第0、7、14和21天,T细胞(较低)在PB。n=3只小鼠(第0天)和n=4只小鼠(第7、14和21天)。a, b所显示的数据代表了两个独立的实验。cPB TET频率+CD8+CD 27中的T细胞罗氏CX3CR1(绿色),CD 27CX3CR1(蓝色)和CX3CR1+CT26(上)和MC 38(下)荷瘤小鼠治疗前、治疗后1、2、3周(红)亚群。对于CT26荷瘤小鼠来说,n=31(第0天),n=18(第7天),n=9(第14天),及n=9(21天)来自三个独立实验。对于MC 38荷瘤小鼠,n=14(第0天),n=29(第7天),n=19(第14天),及n=8(21天)来自三个独立实验。P-数值由单向重复测量方差与图基的多重比较(a, c)。方格图:点,单PB;铰链,25和75百分位数;中线,中位数;胡须,最小到最大值(ac)。源数据作为源数据文件提供。

肿瘤特异性CD8+T细胞在CX3CR1中富集+PB中的子集

发现循环T细胞生物标记物可以丰富肿瘤反应性T细胞,有助于发现对ICI反应的动态预测标记物。首先,我们评估了tet的频率。+CD8+PBCX3CR1中的T细胞+和CX3CR1MC 38和CT 26荷瘤小鼠的亚群(附图)。4)。我们找到了更多的泰特+CD8+CX3CR1中的T细胞+比CX3CR1中的子集即使在治疗之前,也有不同的亚群,尽管个体小鼠的频率不同(如图所示)。3C)。此外,TET的频率+CD8+T细胞在CX3CR1中保持较高水平+比CX3CR1中的子集两种肿瘤模型中的亚组(图1)。3C),建议PB CX3CR1+细胞亚群富集肿瘤特异性CD8+T细胞

CD8克隆扩张TCR循环+TIL在周边CX3CR1中富集+ICI治疗中的子集

肿瘤特异性CD8的高频率+CX3CR1中的T细胞+ICI治疗前后的子集提示异质性肿瘤浸润CD8。+T细胞也在CX3CR1中富集。+子集。为此,我们对分离的CD8进行了tcr测序。+TILs与脾CD 27罗氏CX3CR1、CD 27CX3CR1,以及CX3CR1+CD8+抗CTLA-4/PD-L1联合治疗MC 38荷瘤小鼠T细胞(补充图)。5A,b)。CD8型TCR的比较+TILs与脾CD8的三个亚群+T细胞显示tcr在CD8之间的使用重叠程度很高。+TILs与脾CX3CR1+CD8+T细胞(图1.4A和补充图。6)由森田的重叠指数决定45.

图4:有效的ici治疗导致肿瘤浸润的CD8之间存在高度的tcr序列相似性和克隆性。+T细胞与外周血CX3CR1+CD8+T细胞

ad用抗CTLA-4抗体(Ab)和抗PD-L1抗体治疗MC 38荷瘤小鼠.脾CD8的三个亚群+CD 27和CX3CR1表达(CD 27)检测T细胞罗氏CX3CR1、CD 27CX3CR1,以及CX3CR1+),和CD8+TCR治疗2周后分离肿瘤浸润淋巴细胞(TILs),并进行克隆性分析。a由Morisita指数(左)和典型的脾CD8各子集间TCRβCDR 3氨基酸(AA)频率的代表性成对散点图重叠+T细胞和CD8+TILs(右)。n=3项独立实验。b脾CD8三种亚群TCR克隆性分析+T细胞和CD8+第一序列图(左)、基尼指数(中心)和洛伦兹曲线(右)。最丰富的100个AA序列是着色的,而其他频率较低的克隆在顶部序列图中是紫色的。n=3个关于基尼指数的独立实验。顶层序列图和Lorenz曲线是三个独立实验的代表。c用免疫图谱分析脾CD8三个亚组间的代表重叠加权TCR序列树状图+T细胞(蓝)和CD8+TILs(红色)分支端的距离表示序列距离,圆的大小表示序列的频率。所显示的数据代表了三个独立的实验。d三个脾CD8亚群共享的前100个生产序列中的优势基序数目+T细胞(蓝)和CD8+TILs(红色)c)。数据表显示脾脏CD8的三个亚群之间共有的优势基序数目。+T细胞和CD8+三个独立实验的TIL。单向重复测量与图基多重比较的方差分析(a, b)。平均值为±SEM。源数据作为源数据文件提供。

接下来,我们用CD8来评估TCR的克隆性。+TILs与脾CD8的三个亚群+抗CTLA-4/PD-L1治疗后2周T细胞(图1)。4B)。100个最丰富的TCR克隆(着色)在脾CX3CR1中占TCR序列的50%以上。+子集和CD8+脾CX3CR1中大部分TCR序列的TILs亚组由频率较低的无性系(紫色)组成。为了量化克隆分布的偏斜性,我们测量了Gini指数,并在脾CX3CR1中发现了同样较高的克隆性。+子集和CD8+TIL与脾CX3CR1比较子集。脾CX3CR1的Lorenz曲线+子集和CD8+TILs远离等分线,这表明TCR曲目的分布和倾斜是不平等的。

ICI治疗诱导CD8高度TCR序列相似性和克隆性+TILs与周边CX3CR1+CD8+T细胞

识别同一抗原的tcrs可能不是tcr的确切克隆类型,但具有高度同源的序列和相似的序列特征。46,47。不像森田的重叠指数,生物信息学程序,免疫地图48,使我们能够分析周围和瘤内CD8之间的生物序列相似性。+T细胞在脾CX3CR1中扩增的结构克隆+CD8+T细胞亚群和CD8+与CX3CR1相比,TILs通常是共享的。亚群和CD8+由树状图显示的TILs(如图所示)。4C和补充图。7a,b)和通过跟踪优势的主题(图。4D)抗CTLA-4/PD-L1治疗后2周。

脾CX3CR1前6个显性CDR 3β氨基酸(AA)序列分析+CD8+T细胞和CD8+TILs显示,他们在所有三个独立实验(补充表)中都有一个非常频繁的AA序列(CASSLVGNQDTQYF)。1、黄色高亮显示和补充数据1)。尽管最频繁的AA序列,CASSPRLGDNYAEQFF,在脾CX3CR1中+CD8+T细胞在CD8中未检出。+同一实验中的TILs(Exp.1在补充表中1A),这个AA序列与显性AA序列有高度的同源性,CASSPGYAEQFFCASSPGQGYAEQFF在CD8中+TILs,位于树状图的同一分支(补充表)1B,蓝色突出显示和补充图。7A)。同样,丰富的AA序列,卡斯PGRGYEQYF脾脏CX3CR1+CD8+T细胞和卡斯中士YEQYF在CD8中+TILs主要集中在同一个分支中,表明它们具有高度的相似性(Exp)。2在补充表中1、绿色突出显示和补充图。7b)。综上所述,这些发现提示了TCR在外周CX3CR1中的应用。+CD8+T细胞克隆在CD8中反映TCR序列+PBCD8上的TIL和CX3CR1+T细胞在有效的抗CTLA-4/PD-L1治疗过程中可能是一个动态的生物标志物。

CX3CR1的扩展+PBCD8的子集+T细胞与非小细胞肺癌抗pd-1治疗疗效及生存期的关系

接下来,我们将探讨CX3CR1的频率是否发生了变化。+PBCD8的子集+T细胞与ICI反应相关。我们评价了36例非小细胞肺癌患者应用抗Pd-1Ab(pbrobrolizumab或nivolumab)治疗的疗效.在基线(治疗开始前)和治疗12周期间每3~6周一次,前瞻性地获得PB。所有患者均有预处理肿瘤组织,以评估PD-L1的表达。当有额外的肿瘤组织时,也会分析TILs和TMB的频率。49。补充表描述36例非小细胞肺癌患者的基线特征2。个别病人的临床反应是根据研究人员报告的数据根据iRECIST标准得出的。50在12周的时间点。对于pd-l1肿瘤比例评分(Tps)为50%以上和1-49%的患者,包括完全缓解(CR)和部分反应(PR)的总有效率分别为36.7%和20%。51,52.

我们分析了CX3CR1的频率。+PBCD8的子集+36例非小细胞肺癌患者用抗Pd-1Ab治疗T细胞(见图)。5A)。CX3CR1的中位基线频率+CD8子集+T细胞占32.3%(6.1%~76.3%),高、低频两组间总存活率(OS)无显着性差异(图6.1~76.3%)。5B)。因为CX3CR1的预处理频率+CD8+T细胞在非小细胞肺癌患者中的变化,以评价抗pd-1治疗对非小细胞肺癌患者CD8的影响。+T细胞,我们计算出CX3CR1的频率从基线上变化的百分比。+PBCD8的子集+T细胞可在所有治疗后的时间点(3-12周后开始)。我们评估了CX3CR1的最大变化(最大百分比变化)。+PBCD8的子集+在应答者和非应答者中,从基线到给定时间点的T细胞。CX3CR1的最大百分比变化+自治疗开始后3周,应答者的子集明显高于无反应者(见图)。5C)。其次,利用Logistic回归模型得到了曲线下面积(AUC)和相应95%置信区间(CI)的估计值,并利用Youden指数准则确定了群间判别的最优分界点。53。这些分析表明,CX3CR1的增加+CD8+在3至12周时,T细胞亚群比基线分离的应答者和非应答者高出15.5%至21.2%,与较高的优势比、敏感性、特异性、阳性预测值(Ppv)和阴性预测值(NPV)有关(补充表)。3和补充图。8)。此后CX3CR1的百分比变化+PBCD8的子集+基线T细胞被指定为“CX3CR1评分”。图形5D显示单个患者的CD8-T细胞纵向反应。我们发现,在92.3%(12/13)的应答者中,CX3CR1评分至少增加了20%,而非应答者仅为13.0%(3/23)。

图5:CX3CR1的扩展+PBCD8的子集+非小细胞肺癌患者T细胞与抗PD-1治疗反应及存活密切相关.

aCX3CR1的选通策略+CD8+外周血T细胞。细胞首先为淋巴细胞(SSC-A与FSC-A)和单细胞(FSC-H vs FSC-A)。b高发患者的总体生存率(OS)n=18)和低(n=18)CX3CR1的预处理频率+PBCD8的子集+T细胞CX3CR1的中位基线频率切点+PBCD8的子集+T细胞cCX3CR1的最大变化率+PBCD8的子集+响应者按给定时间点从基线产生的T细胞(CR/PR:n=13)和无反应者(SD/PD:n36例非小细胞肺癌患者中,23例采用抗PD-1治疗。CR/PR:完全和部分反应,SD/PD:稳定和进展性疾病。P-数值由一个双尾的Mann-Whitney计算。U-测试。数值为中位数±扫描电镜。dCX3CR1的百分比变化+PBCD8的子集+在应答者和非应答者中来自基线的T细胞(CX3CR1评分)。e目的对Pd-L1肿瘤比例评分(TPS)和PBCX3CR1评分在3、6、9和12周时的有效率(ORR)进行比较。ORR用Fisher‘s精确检验进行分析。f无进展生存(PFS)和操作系统为高和低CX3CR1评分。P-数值用对数秩(Mantel-Cox)检验(B,f)。NS,没什么意义。源数据作为源数据文件提供。

基于这些结果,我们假设CX3CR1评分至少增加20%将与抗PD-1治疗的反应相关,并评估CX3CR1评分与客观反应之间的关系。最大CX3CR1评分至少为20分,3周时开始与ORR相关(P=0.0152)(优势比16.0;95%CI:1.5~171.2),并在9周时与反应密切相关(P<0.01)。P < 0.0001) (odds ratio: 36.7; 95% CI: 5.3–253.8) (Fig. 5E)。其次,我们分析了CX3CR1评分和PD-L1 TPS相应的敏感性、特异性、PPV和NPV。最大CX3CR1评分在3、6、9和12周分别有21/27(77.8%)、28/36(77.8%)、31/36(86.1%)和32/36(88.9%)的PPV、NPV、敏感性和特异性显著高于PPV,28/36(77.8%)、31/36(86.1%)和32/36(88.9%),而PD-L1 TPS至少50%的PPV和特异性较差,只有16/36(44.4%)才能正确识别反应。1)。值得注意的是,只有66.6%(24/36)和61.1%(22/36)的非小细胞肺癌患者可利用肿瘤组织评估TIL和TMB的频率(补充表)4),建议对这些分析进行限制,以便与以前的报告保持一致。54,55。最后,我们评估了CX3CR1评分与生存期的相关性。随访时间中位数为22.3个月(3.3~35.5)。我们发现,CX3CR1评分在12周内至少增加20%与无进展生存率(PFS)有关(死亡或疾病进展的危险比:0.28;95%CI:0.13-0.62;P(死亡率0.24;95%CI:0.09-0.61;P=0.0136)(图1。5F)。CX3CR1评分<20%的患者的PFS和OS中位数分别为5.7和8.6个月,而CX3CR1评分在12周前至少20%的患者的PFS和OS中位数为19.5个月,未达到。

表1 Pd-L1 TPS与CX3CR1评分的生物标志物性能比较。

我们组的大多数患者(86.1%:31/36)患有非小细胞肺癌,其PD-L1 TPS值至少为50%,并经美国食品和药物管理局(FDA)于2016年批准使用彭布鲁克利祖马(Pbrobrolizumab)治疗。因此,我们评估了CX3CR1评分与该人群抗PD-1治疗反应之间的关系。CX3CR1评分与疗效相关,12周时CX3CR1评分增加至少20%,ORR、PFS和OS(补充图)与临床疗效相关。9A-c)。虽然CX3CR1评分较小,但在PD-L1 TPS<50%的患者中,CX3CR1评分与疗效相关(补充图5)。9d)。我们还评估了化疗或放射治疗是否会影响CX3CR1评分的效用,但没有观察到先前化疗或放疗对生物标志物性能的影响(补充图1)。9E)。加在一起,CX3CR1评分与患者的临床反应和早期治疗的生存密切相关。

值得注意的是,CD8的最大变化百分比没有显着性差异。+PBCD3中的T细胞+在任何时间点,响应者与非应答者之间来自基线的T细胞(补充表)5和补充图。10A)。因此,CD8的变化+PBCD3中的T细胞+T细胞与OS和PFS无关(补充图)。10b)和非小细胞肺癌患者,其PD-L1 TPS值至少为50%,并接受了彭布鲁克利祖马(补充图)治疗。10C).


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