硫紫杉醇暴露解除对蜜蜂ORF基因短表达的抑制作用，损害了对细菌的免疫应答

最大限度地提高作物产量取决于使用农用化学品来控制害虫。最广泛使用的杀虫剂之一是新的类杀虫素，它干扰神经递质乙酰胆碱的信号传递，但也会破坏蜜蜂提供的作物授粉服务。在这里，我们分析了慢性低剂量长期暴露在非洲蜜蜂大脑中是否改变了基因表达和选择性剪接，蜜蜂，对改变的神经元信号的适应。我们发现差异调节的基因显示对硫紫杉醇的浓度依赖性反应，但在替代剪接中没有变化。大多数差异表达的基因没有注释功能，而是编码简短的开放阅读框架，这是抗微生物肽的一个特征。由于这提示免疫反应可能会受到硫紫杉醇暴露的影响，我们通过注射细菌测试了硫紫杉醇对蜜蜂免疫功能的影响。我们发现，亚致死性亚致死性的硫紫杉醇暴露使蜜蜂更容易受到正常非致病菌的攻击。我们的发现暗示了一种对观察到的蜜蜂数量下降的协同机制，这与农学家、保护生态学家和公众有关。

西方蜜蜂蜜蜂对人类社会非常有益。除蜂蜜生产外，这种半驯化昆虫通过提供有管理的授粉服务，帮助提高许多作物的产量，在维持全球粮食安全方面发挥着关键作用。在全球范围内，农药，包括杀虫剂的使用也提高了作物生产力。然而，农药是导致蜜蜂健康和数量下降的关键因素之一，需要在杀虫剂应用的必要性和对非目标物种的非预期影响之间找到平衡。1,2,3,4,5,6.

与有机磷农药相比，新地酸类杀虫剂对脊椎动物相对安全，在过去三十年中一直是最重要的杀虫剂之一。7。新生素可以应用于种子，然后在生长的植物中系统地传播，杀死食叶害虫。与喷洒相比，这减少了非目标效应，但对授粉者来说仍然是一种有毒的负担，因为在处理过的田野附近的野花中通常会发现新的素类物质。8,9.

新来素类化合物作为激动剂，与神经递质乙酰胆碱在与烟碱乙酰胆碱受体(NAChR)结合中竞争。10,11,12。昆虫的毒性增加被认为是由于昆虫神经系统内nAChR密度高所致。13。需要详细了解杀虫剂接触对细胞和分子的影响，以减轻负面影响或细化目标特异性。基因表达和RNA处理的变化，包括选择性剪接，是有机体适应环境扰动的机制之一。14,15。亚致死性接触外来生物，如杀虫剂，可以改变替代剪接。16,17,18。由于许多离子通道基因和其他重要的神经元基因经历了广泛的选择性剪接，它们是外来生物引起的改变的主要靶点。17,19。此外，一些新出现的类肌酸类物质的亚致死摄取会影响蜜蜂的大脑，损害它们的觅食行为、飞行、航行、通讯、学习和记忆。20,21,22,23,24,25.

新生儿素类物质的暴露也与蜜蜂的健康状况下降有关，包括免疫能力的下降。26,27,28。昆虫没有抗体，依靠先天免疫系统来对抗微生物感染；细胞和体液反应都已被确认。29, 30。导致病原体吞噬或包被的细胞反应是由三种造血细胞系介导的。29,31,32。Toll和IMD激活体液免疫应答33途径，导致短抗菌肽(10-100个氨基酸)的表达，这些抗菌肽在昆虫种类之间有很大的差异。34。Toll通路是由革兰氏阳性细菌和真菌触发的，最终通过nf诱导aMPs的表达。卡帕-转录因子Dif，然后从脂肪体内分泌到血淋巴。29,35,36。免疫缺陷(Imd)途径导致另一组AMPs通过NF表达。卡帕-B转录因子通过激活模式识别受体和复杂的胞内信号级联，对主要为革兰氏阴性菌的肽聚糖作出反应。29,30,35。除了脂肪体，imd通路激活的AMP表达也在大脑的胶质细胞中被检测到。37,38,39,40.

我们以前曾证明，受新的类碘吡虫啉污染的蜂群中的工蜂幼虫，改变了脂质碳水化合物-线粒体代谢网络的基因表达。41。我们进一步证明，亚致死性接触硫紫杉醇(另一种新的icotinid)可导致非洲化者中肠和大脑的损害。蜜蜂，同时也有助于减少蜜蜂的寿命。9,42,43,44.

在本研究中，我们分析了慢性，亚致死，硫紫杉醇暴露对蜜蜂工作者基因组全基因表达和选择性剪接的影响。我们发现52个差异调控基因显示了对硫紫杉醇暴露的浓度依赖性反应。这些基因大多没有注释功能，但绝大多数基因的特点是编码短开放阅读框(SORF)，其中一半被预测为编码抗菌肽。这一结果表明，硫紫杉醇暴露可能会损害免疫反应。事实上，我们发现，与被感染但化学上未暴露的蜜蜂相比，同样感染了细菌的硫氰酸盐暴露的蜜蜂的生存能力大大降低。总之，我们的研究结果表明，硫紫杉醇通过降低免疫反应，使蜜蜂易受细菌感染。

我们评估了新出现的类硫紫杉醇是否改变了非洲蜜蜂大脑中的基因表达，蜜蜂，在长期暴露于现场相关浓度之后。

硫紫杉醇暴露

在生物科学研究所的养蜂场里，三个来自不同地点的不相关蜂群的基因不相关的蜜蜂、UNESP、Rio Claro-SP(巴西)。取3个不同菌落，在34℃、相对湿度为80±10%的生化需氧量(BOD)中保存24h。新生蜜蜂(0~24 h)用专用无毒笔(POSCA笔)标记，15天后返回各自的蜂群。所有实验都遵循了“蜜蜂异种生物评估指南”的建议。45,46.

然后，将蜜蜂分成20组，每组20只，每组12只，在32°C的孵化器内饲养，每组12只。蜜蜂用1：1的糖溶液(1：1的水和倒立糖)喂给对照组2毫升的Eppendorf管(数据集A，补充数据)。1)而在毒素暴露治疗方面，以2ng/ml的剂量(低剂量、LD、数据集B、补充数据)添加了噻甲氧胺(Sigma)。1)或50纳克/毫升(高剂量、高清、数据集C、补充数据)1)。喂糖的人在空前再加满糖，以保证持续的消耗.测试的浓度是根据花粉和花蜜中的真实场浓度范围来选择的。9,47,48,49,50。假设笼养的工蜂每天消耗大约22升50%的糖。51在低剂量和高剂量暴露下，蜜蜂在10天后分别摄入0.44纳克和11纳克。10天后，对蜜蜂进行冷麻醉，并解剖其大脑进行RNA提取。

RNA提取、光照测序、差异基因表达及剪接分析

每个样本从10个脑组织中提取总RNA，并对对照组、低剂量组和高剂量组进行三次复制(数据集A，补充数据)。1)。提取总RNA时，先在液氮中用锤子弄裂大脑，然后用50毫升三试剂(Sigma)进行匀浆。然后，容量增加到500升，并按照制造商的指示进行。然后将总RNA储存在70%的乙醇中，并在室温下从巴西运往英国。

用脱氧核糖核酸酶Ⅰ(Ambion)处理总RNA，用TruSeqmRNA试剂盒(Illumina)用随机引物进行反转录，从总RNA(1μg)中选择聚(A)后，根据制造商的指示，制备Illumina链文库。在Illumina HiSeq 2500上对集合索引库进行了测序，获得了2800万到4100万对125 bp的数据，用于3个对照、3个低剂量和3个高剂量样本。解复用器后，序列读取与蜜蜂使用Tophat2.0.6的基因组(Amel-4.5-支架)52。差异基因表达的测定采用袖扣法和fdr校正法对RAW进行多次检测。p值p < 0.05 considered significant53。Illumina测序和差异基因表达分析是由瑞士Fasteris公司进行的。测序数据保存在GSE 132858下的GEO中。

用rMATS分析可选剪接54并通过将bam文件上载到集成基因组查看器进行手动检查55并比较阅读频率。基因列表与Venny 2.1作了比较(Https://bioinfogp.cnb.csic.es/tools/venny/)。从蜜蜂的差异表达基因中获得蛋白质序列。Http://metazoa.ensembl.org/Apis_mellifera/Info/Index)和猛烈抨击果蝇使用FAL碱基注解蛋白质(Http://flybase.org)分配基因功能。没有指定功能的蛋白质会使用Interpro服务器(Https://www.ebi.ac.uk/interpro/)56。使用以下服务器对ORF进行了抗菌肽预测分析：Https://www.dveltri.com/ascan/v2/ascan.html57.

逆转录定量聚合酶链反应

如前面所述，反转录是用上标II(Invitrogen)进行的。58。按上述方法进行PCR，并对溴化乙锭染色3%琼脂糖凝胶进行PCR产物分析。19。以神经元基因作为基因表达比较的参考。直立翼(EWG, (GB 44653)和淀粉样前体蛋白 (APPL，GB 48454)的表达式分析。果蝇59,60。为了验证rt中获得的cdna，我们使用以下引物对蜜蜂进行了扩增。EWG与AM ewgG F(CCTGATGTACCTTATATATATATATATATATATATACAAGTTG)和AM ewgH R(CCGTGTCTCTCTCCTGGAGAATGATTTG)，BEEAPPLAM Appl F(GCGATTCCAGGACTGTTGCTGCTC)和AM Appl R2(CTGCTGTCCACAGATGTTGTAATGAG)。附加引物为GB 45995(GTTGTTTACGTATATACACGACAG)和GB 45995 R(GGAAATCCCCGGAGGAGCACAACTGAG)，GB 45995 F(GTTGTATTTTTATATATTATACACGAG)和GB45995 R(GGGAAATCCCCGGAGCACAGAG)，GB47479 F(GGGCTATTATATATATATTATCCTCC C)和GB47479 R(GGTTTAGGTTTTCTTCTATTACTCTGGGG)，并在第40°C°时进行初步扩增。

用Agilent 6000 Nano试剂盒评价RNA质量和数量。250纳克的DNase处理的RNA(相同的样品用于深seq)被反转转录使用SuperScript III Invitrogen试剂盒在55°C，按照制造商的指示。用Primer Express软件设计定量实时PCR(RT-qPCR)引物(除GB 41813外，外显子/外显子连接)。在15%丙烯酰胺凝胶中检测扩增产物大小，并对PCR产物进行测序，并对每对引物的扩增效率进行分析。

在变性93°C 30 s，退火60°C 30 s，延伸率72°C 30 s的条件下，用SybrGreen化学进行实时PCR扩增cDNA重复样品。GB 41923用引物GB 41923 F1(CGTTGATCGTCATGATATTG)和GB 41923 R1(CTATAAGGAAATTGAGCCTTCGA)扩增，GB 40669引物GB 40669 F1(GGCCGGATATCGCTTCAAA)和GB 40669 R1(GTCTTTTATCTTTTCTCGGAATTC)GB 48969引物GB 48969 F1(TTGCAGCCGTAGCAAAAGGTA)、GB 48969 R1(ACCGATGGAGCACCTTGGT)和泡泡糖(BGM，GB 51680)引物BGM F1(CATGCACAGAGTACAAAAATTTCA)和BGM R1(TGTCCCAATCTCCAGTAACA)。用LightCyker 480软件对CT值进行分析，用该软件对CT值进行归一化和差异表达。−∆∆CT方法61通过对…的表达进行规范化EWG(GB 44653), APPL(GB 48454)和肌动蛋白 (GB 44311)基因。肌动蛋白和EWG用引物EWG Fw2(CCGCGTCTCCTACAGCTT)和EWG RV 2(TGTAAAACTGCCGTAGTATTGG)和AcF 1(TTCATCTATCGTCGGAAGA)和AcR 1(TTTGTCCCAGCAACCAT)进行扩增。APPL使用引物AM APPL F和AM APPL R2，如下41,62.

细菌感染检测

噻甲氧胺诱导的抗微生物肽基因表达的改变可能破坏蜜蜂的免疫应答。为了评估噻甲氧胺对免疫的影响，我们采用了一种初步开发的果蝇，用于评估注射的非致病菌被抗微生物肽清除的效率。63。对我们用的蜜蜂进行鉴定[医]巴迪芽孢杆菌，一种通常在环境中发现的非致病性细菌，嗜人嗜铬杆菌，它们是蜜蜂微生物群中革兰氏阳性和革兰氏阴性的成员。64,65. O.拟人在30℃培养的LB琼脂平板上，从工蜂肠道培养物中分离出肠内容物。

用菌落PCR和核糖体16S测序鉴定菌落：从带有黄色尖端的LB琼脂平板中提取菌落，将菌落置于PCR管中10℃，加热至94°C 5 min。加入聚合酶链反应(PCR)，将MgCl浓度调整为1.5mm。PCR扩增20~40个循环，54°C退火40 s，72°C延伸1 min，用引物16S F(ACTGAGACAGGCACACCTACGTC)和16S R(GCGTGACCAGGGGTATCATCC)扩增核糖体16S基因A 490 bp片段，用引物16S Fseq(CTCCCGGGGAGGCAGCAGGTRGGGGGTC)进行测序。引物16S F2(GTGGACCAGGTATCCCTG)和16S R2(CCTACGGTACCTACTCAC)扩增733 bp片段，经16S R2seq(CCATGGTGTGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGGTGTAC)进行序列分析。

在英国伯明翰大学温特伯恩花园的蜂群中采集蜜蜂进行感染检测。如我们之前所述，他们被保存并注射细菌。19。注射用细菌在LB平板上刚被镀过，并在一夜之间生长。然后用单个菌落在50 ml猎鹰管中接种5ml LB，并在一夜之间生长至饱和。在注射时用100μg/10的电镀法测定培养物的细菌滴度。5, 106和107LB稀释液，第二天计数菌落：显示2-8×10。6 [医]巴迪氏杆菌或O.拟人通常注射。在某些处理中，注射的细菌被稀释十倍。3)。将8~12只蜜蜂暴露于细菌和硫紫杉醇剂量的组合中，并在24h和48h评估存活情况。

生存数据采用反向逐步Logistic ANOVA分析，采用Logit-链接函数，假定准二项式分布误差。这些分析是使用GenStat v.19(VSN International，Hemel Hempsted)进行的。应用方差分析(ANOVA)和图基-克雷默(Tuke-Kramer)后测，用GraphPad棱镜进行生存能力的统计分析。

慢性硫紫杉醇暴露对基因表达的影响

低剂量(LD)和高剂量(HD)暴露于硫紫杉醇后，LD有222个上调基因和181个下调基因(见图)。1与对照组相比，HD的233个上调基因和114个下调基因的表达水平相差1.5倍。1；补充数据1)。从这些差异调控的基因中，有37个是上调的，15个是以剂量敏感的方式下调的。1；补充数据1).

为了验证Illumina测序的结果，我们对三个剂量反应基因进行了RT-qPCR：GB 41923，一种推测的氯化钠共转运体，以及GB 48969,GB 40669，两个功能未知的基因。我们检测到三种基因在硫紫杉醇暴露时的表达差异(补充图)。1)。我们还验证并证实了泡泡糖，编码一种非常长链的酰基-coA合成酶，该酶在蜜蜂幼虫中被发现受到新的类肌苷类吡虫啉的抑制。41(补充图。1).

选择性剪接被认为是使基因表达适应环境变化的一种机制。17,66。我们分析了rna-seq数据在可选剪接过程中的变化，但没有发现决定性的模式(补充信息；补充数据)。2).

剂量反应表达主要发生在编码未表征的orfs的基因上。

接下来，我们将对噻甲氧胺产生剂量反应的基因按照其功能进行分类，同时考虑到已知的同源基因的功能。果蝇以及用BLAST分析检索到的注释蛋白结构域的功能。其中的剂量敏感基因是上调的(图)。1(A)14%(5/37)的细胞信号(可能与改变的神经元功能有关，如嗅觉和味觉)和结构成分(细胞骨架)被指定为基因表达转录调控的功能(8%(3/37))。2a)。然而，59%(22/37)的剂量敏感上调基因和73%(11/15)的剂量敏感下调基因没有清晰的同源性。果蝇也没有任何可识别的蛋白质结构域来指示生物功能(图1)。2基因表达研究中功能未知的基因约占20%。果蝇67,68.

大多数硫紫杉醇剂量反应基因编码短蛋白。

许多剂量反应，差异表达的基因，功能未知，编码为短的ORF。对于硫紫杉醇诱导的差异上调和下调基因，分别有73%(27/37)和87%(13/15)编码ORF为250个或更短的氨基酸(图1)。2)。使用机器学习算法57从编码≤250个氨基酸肽的40个基因中，我们预测有17个(43%)具有抗菌功能(11/17个基因上调，6个/17个基因下调。2).

硫紫杉醇使工蜂更容易受到细菌感染。

饱和液体培养(2-8苗菌)[医]巴迪氏杆菌和O.拟人注射到不暴露于硫紫杉醇的蜜蜂中，存活率几乎没有受到影响，这表明蜜蜂的免疫系统通常能有效地清除感染(图一)。3表1)。相比之下，联合注射正常亚致死剂量的噻甲氧西姆与任何一种[医]巴迪氏杆菌或O.拟人导致蜜蜂死亡(图一。3表1)。特别是，剂量为1毫升的硫紫杉醇(如图所示箭头所示)。3)蜜蜂一般存活48小时。[医]巴迪氏杆菌或O.拟人在48小时内，与硫紫杉醇一起杀死了几乎所有的蜜蜂。

分别使用每种细菌的数据，以及不受细菌接触的复制物，表明增加硫紫杉醇和细菌的剂量会对蜜蜂的生存能力产生负面影响(见表)。1*双向后勤ANOVAS)。在48小时内，当细菌种类被发现时，这些主要效应之间的协同作用被检测到。[医]巴迪氏杆菌：当蜜蜂暴露于更高剂量的噻虫恶唑时，蜜蜂的生存能力随着细菌剂量的增加而下降得更快(见表)。1、图1.3).

为了检验这两种细菌的效果是否不同，排除了不受细菌接触的复制物，并探讨了物种、非零细菌剂量、噻甲氧胺及其相互作用的影响(表)。1*3方后勤ANOVAS)。24 h时，随着硫紫杉醇和细菌剂量的增加，蜜蜂的生活力均下降，而当细菌作用于细菌时，蜜蜂的存活率降低。O.拟人，没有交互作用(表)1)。在48h，剂量效应相同，但物种效应不显著(表)。1)。然而，细菌种类和细菌剂量之间存在着轻微的非显着性交互作用：由于Logistic分析得出的概率估计不准确，我们探讨了在模型中保留这种相互作用的后果。这使噻虫胺剂量与使用的细菌种类之间进一步产生了显著的相互作用。F1,21=5.85，p=0.025)：O.拟人受影响的蜜蜂比[医]巴迪氏杆菌随着农药用量的增加。

我们的结论是，噻甲氧胺抑制了蜜蜂应对免疫系统的自然挑战的能力，免疫系统通常不会致命。

本研究探讨了硫紫杉醇在花粉和花蜜中的相关剂量对基因表达的影响。特别是，我们为这些实验选择了一个低剂量和高剂量，大约是每只蜜蜂每天0.04纳克和1.1纳克，为期10天的慢性长期暴露。一些研究使用了相同范围内的噻虫胺剂量来分析基因表达的变化或观察短期暴露对行为的影响。18,20,21,22,23,24,69,70。事实上，我们发现慢性低剂量长期接触噻甲氧胺会改变蜜蜂的活动、运动功能及对光线的运动。24但据我们所知，在这种条件下，还没有对基因表达进行过分析。

我们对蜜蜂转录谱分析的一个关键发现是高含量的剂量反应基因，编码短开放阅读框(SORF)的基因。这类sORF最近才被确认为编码功能肽。71,72,73，其中一些在发育过程中起着重要的作用，或者在免疫系统中起着重要的作用。74,75。有趣的是，我们发现的大多数剂量响应的sORF被预测为编码具有抗菌功能的肽(抗微生物肽，AMPs)。我们发现的sORF还没有在蜜蜂脑中暴露于新生儿素类化合物的全转录组评估中得到报道，尽管它们使用的是类似浓度的新生儿素类化合物。18,69,70。一种可能的解释，我们获得了不同的基因集后，我们得到的是，我们分析了变化后，长期，低剂量暴露，而先前的研究使用较短的暴露。

这一发现发现，大部分是sORF，其中许多预测AMPs是差异表达的免疫系统，为调节失调的新生儿素。在病原体暴露时，最具特征的amps在脂肪体中表达，但现在人们已经认识到，大脑中的胶质细胞也发挥免疫功能并表达amps。37,39,40。因此，我们发现慢性低剂量硫紫杉醇暴露时差异表达的sORF可能形成一种基本的免疫防御机制，类似于脊椎动物唾液中含有许多AMPs的抗菌环境。

胶质细胞是神经元的支持细胞，具有多种保护作用。脑内AMP失调与神经退行性疾病37,38,40。因此，硫紫杉醇暴露后sORF的调节失调可能表明这两种细胞之间的通讯异常，超出了免疫功能的范围。同样，抗菌肽也在学习和记忆中发挥作用。果蝇，但是AMPs如何增强学习和记忆的分子机制尚不清楚。76.

我们注意到，其他研究发现，当暴露于不同类型的新类毒素时，有已知免疫和防御功能的下调基因的过度表达。18,26,69,70,77。相反，我们没有发现差异调节的免疫基因，包括脑中已知的AMPs。AMPS在脂肪体中高表达。为了分析蜜蜂大脑中基因的表达，我们将其从麻醉过冷的蜜蜂身上解剖，并确保大脑周围的脂肪体被移除。有可能，在解剖前冷冻大脑69在其他研究中，附着在大脑上的残余脂肪体对免疫基因的表达有很大的影响。

免疫抑制也观察到，当暴露在与病毒共侵染蜜蜂的新的icotin类病毒.诺塞马角蜜蜂的单细胞寄生虫。特别是，这影响了细胞的反应，但也影响了AMPs的表达。18,26,69,70,77。由于我们没有检测到已知免疫基因的差异表达，我们的研究中的蜜蜂没有感染这些已知的病原体，但我们不能排除健康蜜蜂中其他非致病性微生物的影响。此外，我们的分析集中在大脑中的基因表达，胶质细胞控制免疫功能，这是一种不同于脂肪细胞分泌AMPs到血淋巴的体液反应。

蜜蜂，包括蜜蜂，与非社会性昆虫(如果蝇)相比，它们的特征是有限的一组典型的免疫基因。D.黑色素78,79,80。目前，蜜蜂中只有6个抗菌肽基因，包括4个基因家族。80。相反，果蝇有20个抗菌肽基因，包括8个基因家族。29,80。从这些基因中，只有防御素在蜜蜂和蜜蜂之间是保守的果蝇，这与抗菌肽快速进化以适应特定物种环境的观点是一致的。34。考虑到蜜蜂中已知抗菌肽的数量较少，可以想象编码抗菌肽的新基因正在进化。与此相一致的是，有些被硫紫杉醇调节的sORF是蜜蜂或膜膜特异性的。

各种农药，已经被证明可以改变肠道微生物群。81,82。我们的结果与以前的研究结果相一致，即新生儿素类接触会对昆虫免疫产生不利影响。82,83。具体来说，我们已经证明，通常是非致病性细菌的免疫挑战，当与硫紫杉醇联合作用时，会对蜜蜂造成致命的影响。外来细菌如何进入蜜蜂体内似乎至关重要。例如，Dickel和他的同事发现口头摄入粪肠球菌细菌，增加新生儿接触过的工蜂的存活率。84。在我们的研究中，这些细菌被注射到各个片段之间，类似于静脉曲张螨。我们注意到病原体可以通过刺入蜜蜂血淋巴。静脉曲张破坏者螨类65因此，在被感染的蜂箱中可能会有相当大的死亡率。静脉曲张同时也暴露于硫紫杉醇。

总之，长期低剂量硫紫杉醇暴露后基因表达最显著的变化主要是编码短ORF的基因，其中大约一半被预测为抗菌肽编码。此外，硫紫杉醇暴露降低了蜜蜂抵御微生物感染的能力。综上所述，这些发现意味着低剂量的新生素可能对蜜蜂本质上是亚致死性的，但最终可以通过削弱对外来病原体的免疫反应而致命。识别出的基因在蜜蜂免疫反应中的作用需要确定，以确定如何加强蜜蜂的免疫力以抵抗细菌感染。